1
1. ZÁSADY PRÁCE V MIKROBIOLOGICKÉ LABORATOŘI
1. Vstup do laboratoře je povolen pouze osobám, které tam pracují.
2. V laboratoři mohou být prováděny pouze práce přikázané vedoucím cvičení.
3. Při práci v laboratoři je nutno používat pracovní oděv a obuv.
4. V laboratoři není dovoleno jíst, pít a kouřit.
5. Je nutno zvýšenou měrou dodržovat bezpečnost práce a hygienu, řídit se
pokyny vyučujícího.
6. Pracovní plochu je nutno před započetím práce i po jejím ukončení dezinfikovat.
7. Použité sklo a nástroje odkládáme na vyhrazené místo, v žádném případě
nevyléváme živé kultury do odpadu! Před umytím je nutno sklo sterilizovat
autoklávováním nebo ponořením do dezinfekčního roztoku.
8. Rozbité sklo je nutno odkládat do určených nádob a před likvidací sterilizovat.
9. Dojde - li během práce k potřísnění oděvu či pracovní plochy, je třeba
okamžitě vyrozumět vyučujícího a zasažené místo ihned ošetřit dezinfekčním
roztokem.
10. Každé poranění je nutno ihned hlásit vyučujícímu. I nejmenší oděrky musí být
pečlivě dezinfikovány a ošetřeny, aby nedošlo k infekci rány.
11. Dojde - li k potřísnění pokožky, je nutno zasažené místo okamžitě opláchnout
1% roztokem ajatinu.
Při vniknutí mikroorganismu do poraněné kůže dezinfikujeme postižené místo
jódovou tinkturou.
Při zasažení oka kulturou mikroorganismů okamžitě oko vypláchneme
3% roztokem kyseliny borité a dezinfikujeme opthalmoseptonexem.
Pokud dojde k nasátí kultury do úst, materiál je třeba vyplivnout, ústní dutinu
vypláchnout ředěným roztokem KMnO4 .
12. Před odchodem z laboratoře je nutno uklidit pracovní plochu, kultury uložit do
termostatu příp. do chladničky, zkontrolovat, zda jsou uzavřeny plynové kohouty.
13. Po ukončení práce je třeba ruce důkladně umýt teplou vodou a mýdlem,
dezinfikovat roztokem ajatinu.
2
2. PRACOVNÍ POMŮCKY
V mikrobiologické laboratoři se používá speciální sklo, které se liší od chemického
nejen tvarem nádob, ale i jakostí. Základním požadavkem je odolnost vůči vysokým
teplotám, kterých se používá při horkovzdušné sterilizaci, dále vysoká odolnost vůči
působení nejrůznějších chemických látek, ať už součástí živných medií či produktů
kultivovaných organismů. Dále zde nesmí docházet k vyluhování některých složek, které by
mohly ovlivnit růst kultivovaných mikroorganismů.
Mikrobiologické sklo bývá silnostěnné, hrdla nádob jsou obvykle rovná a tupá.
Kultivační nádoby:
1. Biologické zkumavky - bývají silnostěnné s rovnými okraji, užívají se pro kultivace
ve všech typech půd, udržování kultur, biochemické testy. Bývají uzavírány kovovými
zátkami nebo zátkami z buničité vaty.
2. Baňky - většinou Erlenmeyerovy, příp. varné, zátkují se podobně jako zkumavky.
Jsou vhodné jak pro aerobní kultivace, tak pro přípravu živných půd.
3. Durmanova plynovka - je používána ke stanovení tvorby plynu při kultivaci v
tekutých půdách.
4. Rouxovy, Frenbachovy a Vinogradského nádoby - slouží k nahromadění většího
množství kultury za aerobních podmínek
5. Promývací lahve - modifikované chemické nádoby, používají se pro submerzní
kultivace mikroorganismů.
6. Pipety - většinou dělené, na horním konci uzavřené vatovou zátkou. Pro pipetování
kultur používáme automatické pipety nebo nástavce na skleněné pipety.
7. Mikroskopická skla - uchováváme v 95% etanolu, odmašťujeme kyselinou
chromsírovou. Před použitím sterilizujeme ožíhnutím. Čistotu sklíček kontrolujeme kapkou
destilované vody, která musí vytvořit na povrchu souvislý film. K přípravě visutých kapek a
vlhkých komůrek používáme podložní skla s kruhovou prohlubní uprostřed.
8. Petriho misky - nejčastěji používané mívají průměr 100 mm. Některé typy mají
vnitřní prostor členěn přepážkami, což umožňuje použít vedle sebe několik kultivačmích
medií. Misky jsou vhodné pouze pro krátkodobé kultivace, dochází k poměrně rychlému
vysychání kultivačního prostředí.
Použité nádobí:
Nádoby i s kulturou nejdříve autoklávujeme (30 min. při přetlaku 0,1 MPa), obsah
ještě za horka vylijeme a umýváme obvyklým způsobem.
Použité pipety odkládáme do nádoby s 2% roztokem ajatinu, odmašťujeme
chromsírovou směsí.
Preparační a očkovací pomůcky:
Pro očkování a přípravu preparátů používáme bakteriologické kličky nebo jehly z
chromniklového nebo platinového drátu , případně jednorázové, ocelové preparační jehly,
tyčinky, Pasteurovy pipety, lancety, pinzety a skalpely.
Očkování provádíme v očkovacích boxech nebo flow-boxech.
Kultivační zařízení:
Pro kultivaci stacionárních kultur jsou využívány termostaty, příp. termostatované
boxy, aerobní kultivace v tekutých půdách probíhají na třepacích zařízeních.
K nezbytnému vybavení mikrobiologické laboratoře patří mikroskop.
3
Sterilizace skla a pomůcek:
Ke sterilizaci skla používáme nejčastěji horkovzdušné sterilizátory. Suché teplo má
nižší sterilizační účinky než teplo vlhké, proto je třeba použít poměrně vysokých teplot (160-
1800
C) po dobu dvou hodin. Sterilizované nádoby předem zabezpečíme před následnou
kontaminací vatovými uzávěry, misky balíme do hliníkových fólií, pipety vkládáme do
kovových pouzder. Po ukončení sterilizace necháváme sterilizátor vychladnout a teprve
chladné předměty použijeme.
Očkovací pomůcky, pinzety, mikroskopická skla sterilizujeme ožeháváním v plameni
kahanu těsně před použitím, zchlazujeme na nezaočkované půdě, ve sterilní vodě nebo
okraji kultury. Ihned po zaočkování opět ožehneme, abychom mikroorganismy z kultury
nerozptylovali do prostředí.
Vzduch a pracovní plochy očkovacích boxů sterilizujeme germicidními lampami, tj.
UV zářením. Během práce sterilizujeme pracovní plochy vhodnými chemickými prostředky (
ajatin, persteril, chlornan...).
4
3. ŽIVNÁ MÉDIA
Mikroorganismy jsou v laboratořích kultivovány na sterilních živných půdách. Jejich
složení musí vyhovovat všem požadavkům daného organismu na výživu, pH, osmotické
poměry a další fyzikálně chemické podmínky. Připravovaná živná media musí být
izotonická, musí obsahovat zdroj uhlíku a dusíku v koncentraci a formě optimální pro
kultivovaný organismus, potřebné růstové faktory a dostatek vody.
Optimální živné prostředí by v průběhu kultivace nemělo měnit svoje fyzikální a
chemické vlastnosti. Tento požadavek je však možno splnit pouze při kontinuální kultivaci.
Během stacionární kultivace se složení prostředí výrazně mění - vyčerpávání živin,
hromaděním metabolitů.
Podle složení lze živná prostředí rozdělit do dvou velkých skupin:
Syntetická prostředí jejichž složení je přesně definováno. Většinou se jedná o ústojné
roztoky, zdrojem uhlíku bývá obvykle glukóza, zdrojem dusíku (NH4)2 SO4 nebo NH4
Cl. Dodávají se některé aminokyseliny, vitamíny, růstové faktory.
Přirozená živná prostředí jsou tvořena složkami získávanými po kyselé nebo enzymatické
hydrolýze kaseinu, fermentativní hydrolýze masa (masový výtažek), autolýzou nebo
hydrolýzou pekařského droždí (extrakt z kvasinek), působením žaludečních šťáv na
rostlinné a živočišné bílkoviny (pepton).... Do této skupiny patří i přirozená
stanoviště mikroorganismů, používaná v laboratorních podmínkách - brambory,
chleba, žluč, atd.
Z hlediska růstu mikroorganismů je možno živná prostředí dělit na
Půdy univerzální - které svým složením vyhovují požadavkům na výživu širokého spektra
organismů (masopeptonový bujón, sladinový agar).
Půdy selektivní - jejichž složení zvýhodňuje růst jednoho druhu nebo skupiny organismů.
Růst ostatní mikroflory je brzděn (Ashbyho agar, Staphylococcus medium).
Půdy selektivně diagnostické - na nichž roste jen velmi malá skupina organismů, která se
projeví charakteristickou biochemickou reakcí (Endova půda).
Příprava živných půd:
K přípravě živných půd z přírodního materiálu se většinou používá vodovodní voda
(neměla by být příliš tvrdá, nevhodné je i větší množství železa a chloridů). Pro syntetická
media používáme vodu destilovanou, ve speciálních případech (stanovení vitamínů,
aminokyselin...) vodu redestilovanou nebo deionizovanou.
Jednotlivé složky živných medií rozpustíme ve vodě, upravíme pH, zfiltrujeme, rozplníme do
nádob a sterilizujeme.
Do ztužených půd přidáváme agar v koncentraci 1,5 - 3%. Pro kultivaci autotrofních
mikroorganismů, které nesnášejí přítomnost organických sloučenin, se jako ztužovacího
prostředku používá gel kyseliny křemičité. Důkaz produkce extracelulárních proteolytických
enzymů kultivovanými mikroorganismy se provádí na mediích ztužených želatinou (dochází
k tzv. ztekucování želatiny).
Většina medií je již dodávána kompletních, v práškové podobě. Potřebné množství
pouze rozpustíme ve vodě , upravíme pH a sterilizujeme.
Úpravu pH provádíme 1N NaOH nebo 1N HCl . Pro bakterie na pH 7 - 7,3,
kvasinky a houby vyžadují pH v rozmezí 4,5 - 6,0. Sterilizací půd klesne jejich pH
o 0,1 - 0,3.
5
Sterilizace medií se provádí zpravidla autoklávováním při přetlaku 0,1 - 0,15 Mpa, což
odpovídá teplotě 121 - 1280
C. Sterilizační doba je závislá na objemu a viskozitě půdy (20
min pro zkumavky a malé objemy, 30 - 60 min. pro objem 3l). Roztoky cukrů sterilizujeme
membránovou filtrací a přidáváme do sterilního media.
Pro půdy, které by byly tlakovou sterilizací poškozeny (mléko, želatinová media),
sterilizujeme tzv. frakcionovanou sterilizací. Media zahříváme v proudící páře po dobu 20 30
min na teplotu 99 - 1000
C, postup opakujeme ve třech po sobě následujících dnech.
Rozlévání půd a jejich uchovávání:
Tekuté a ztekucené půdy plníme do sterilních baněk nebo zkumavek opatřených
vatovými či kovovými zátkami. Při rozlévání nesmí půda potřísnit okraje nádob ani vatové
zátky, aby nedocházelo ke kontaminaci media mikroorganismy pomnoženými na zátkách.
 Půdy sterilizujeme ihned po rozplnění.
 Z pevného media ve zkumavkách připravujeme tzv. šikmé agary tak, že
vysterilizované půdy necháme utuhnout v šikmé poloze.
 Bakteriologické plotny lijeme do sterilních Petriho misek asepticky až po
sterilizaci půd. Rozlévání provádíme v předem vydezinfikovaném boxu, misky
plníme do výšky 3 - 4 mm, pro kvantitativní analýzy pipetujeme 15 - 20 ml media
na misku o průměru 100 mm. Necháme tuhnout ve vodorovné poloze, po
utuhnutí obvykle inkubujeme 2 - 3 dny v obrácené poloze při teplotě, jež bude
použita pro kultivaci. Tím dojde k vhodnému předsušení půdy, nutnému k
povrchovému očkování. Během inkubace se projeví i případná mikrobiální
kontaminace plotny.
 Takto připravené půdy uchováváme v temném, bezprašném , suchém a pokud
možno chladném prostředí. Pro dlouhodobější uchovávání je vhodné použít
chladničku.
6
4. IZOLACE MIKROORGANISMŮ
4.1. Izolace bakterií
Pro většinu laboratorních experimentů potřebujeme rozdělit jednotlivé
mikroorganismy vyskytující se v přirozeném prostředí a sledovat samostatně jednotlivé
druhy. Je to nutné pro určení významu daného mikroorganismu v biotopu, pro prokázání, že
určitý mikroorganismus je zodpovědný za probíhající biochemickou reakci nebo za
probíhající onemocnění člověka nebo živočicha. Mikroorganismy pěstované v laboratorních
podmínkách na živných médiích označujeme jako kultury. Kultury jednoho druhu
označujeme čisté kultury. Na přirozených stanovištích se mikroorganismy téměř vždy
vyskytují ve společenstvech, tedy jako tzv. smíšené kultury. Pokud používáme smíšené
kultury pro pokusné nebo provozní účely (např. pro biologické čištění odpadních vod),
označujeme je jako technické kultury.
K získání čisté kultury (izolaci) se využívá selektivních médií, jejichž složení vychází
z požadavků a vlastností izolovaného druhu, a dále u bakterií metoda křížového roztěru. Ten
je často zapotřebí několikrát opakovat, než získáme absolutně čistou kulturu. O čistotě
izolované kultury je možné se přesvědčit kultivačně nebo mikroskopicky.
4.1.1. Křížový roztěr
Princip metody spočívá v postupném vyřeďování původního vzorku tak, aby na konci
vyrůstaly na tuhém médiu jednotlivé kolonie bakterií. Kolonie je potomstvo jedné původní
buňky, klon.
Organismy:
např. Micrococcus varians, Escherichia coli, Pseudomonas putida,
Staphylococcus aureus
Pomůcky:
bakteriologické plotny s MPA (M 2), očkovací klička
Postup:
 1.Na povrch tuhého kultivačního média přeneseme vzorek, pečlivě rozetřeme
sterilní kličkou nebo tamponem.
 2.Vyžíháme kličku a uděláme 3 - 4 čáry přes hustý nátěr.
 3.Znovu vyžíháme a na agaru "kreslíme" další čáry přes ty původní.
 4.Přes poslední čáry "kreslíme" hádka.
 Celý postup je nutno provádět přísně sterilně, misku otevíráme co nejméně a
kličku před odložením znovu žíháme v plameni. Klička se žíhá v plameni tak
dlouho, až se očko i drátek rozžhaví do oranžova, potom je nutné ji před
odběrem vzorku vychladit, aby nedošlo k usmrcení bakterií.
7
Obr.1 : Křížový roztěr
Hodnocení:
Při správně provedeném křížovém roztěru můžeme pozorovat na plotně jednotlivé
kolonie, hodnotíme jejich barvu, tvar, profil a okraje. Výsledky hodnocení shrňte do
tabulky. Zhodnoťte čistotu kultury.
8
4.2. Izolace mikroskopických hub
Ke studiu houbové stélky, její variability, růstových podmínek, jednotlivých fází
ontogeneze je třeba získat čisté kultury.
Vzorky substrátů, z nichž organismy izolujeme, odebíráme sterilně do sterilních
nádob (Petriho misky, dózy, zkumavky), ve kterých je i uchováváme. Doporučuje se vzorek
co nejrychleji zpracovat, aby se substrát druhotně neinfikoval a rychle rostoucí mykoflóra
nepřerostla druhy s pomalejším růstem.
Ze vzorku substrátu porostlého myceliem nebo pokrytého spórami odebíráme
inokulum ožehnutou a zchlazenou kličkou nebo preparační jehlou a přenášíme buď přímo na
agarovou plotnu nebo do sterilní vody ve zkumavce - k získání suspenze. Inokulum
suspendované ve vodě můžeme dále ředit. 0,1 - 0,5 ml posledního ředění vyséváme na
agarovou plotnu. Tento postup je běžný pro saprofytické povrchově rostoucí houby.
Při izolaci půdních hub postupujeme několika způsoby:
Vyséváme půdní zrnka do velikosti 1 mm v průměru na agarovou plotnu (doporučuje se
syntetická půda s půdním extraktem).
Suspenzní metodou - půdní vzorek určitého objemu roztřepeme ve standardním objemu
sterilní vody, dále ředíme. V několika ředěních vyséváme na misky s agarovou půdou.
Tato metoda je vhodná pro kvantitativní stanovení půdní mykoflóry.
Celulózovorní houby izolujeme pomocí proužků sterilního filtračního papíru, které
zakládáme do určité hloubky v půdě a necháme je vystaveny působení půdního prostředí.
Po vyjmutí rozdělíme proužek sterilní pinzetou na malé díly, které rozprostřeme na agarové
plotny (používáme živná media s celulózou).
Při izolaci keratinofilních hub rozprostřeme na dno sterilní Petriho misky půdní vzorek a
převrstvíme ho nastříhanými vlasy nebo nehty.
Koprofilní houby izolujeme na předem sterilizovaném králičím trusu. (Specifické druhy však
musíme izolovat na trusu, na kterém se v přírodě vyskytují)
Poloparazitické a parazitické houby získáváme z hostitele přenesením části napadeného
pletiva nebo tkáně na specifickou živnou půdu. Pokud mycelium roste přímo v pletivu,
chráníme materiál před sekundární kontaminací vzdušnými spórami povrchovou sterilizací.
9
5. OČKOVÁNÍ MIKROORGANISMÜ
Prvním krokem každé kultivace (pomnožování) mikroorganismů je jejich přenesení z
uchovávacího média nebo přímo z odebraného vzorku do čerstvého živného prostředí,
tomuto přenesení říkáme očkování. Provádí se různými metodami, vždy je nezbytné
zachovat všechna pravidla sterilní práce, tak aby se do čerstvého média dostal pouze
sledovaný mikroorganismus, nikoliv kontaminace ze vzduchu, rukou, dýchacích cest nebo
pracovní plochy. V následujícím textu se budeme zabývat základními postupy užívanými při
očkování bakterií (ev. kvasinek), s některými odlišnostmi při práci s mikroskopickými
houbami a viry je možno se seznámit v příslušných kapitolách.
5.1. Očkování kultur z tuhých médií bakteriologickou kličkou
Sterilizace kličky se provádí žíháním v plameni kahanu. Celý drátek se vloží do
plamene a nechá rozžhavit. Potom se ve svislé poloze nechá vychladnout. Po naočkování je
nutno vždy před odložením kličku sterilizovat žíháním.
 Odebírání buněk z bakteriologické plotny: Víčko se jen mírně nadzvedne a
očkem sterilní kličky se lehce přejede po povrchu kolonie. Klička se vytáhne a
miska zavře.
 Odebírání buněk ze šikmého agaru: Vyžíháme kličku. Zkumavka se šikmým
agarem se chytí do levé ruky, dno se opře o dlaň. V pravé ruce držíme kličku
(jako pero). Malíkem pravé ruky (ve které držíme kličku) chytíme zátku, která
uzavírá zkumavku se šikmým agarem, a vytáhneme ji. Hrdlo zkumavky
ožíhneme (protáhneme plamenem). Kličku vsuneme do zkumavky a do očka
nabereme kulturu. Kličku vytáhneme, ožíhneme hrdlo zkumavky a zátku (kterou
stále držíme malíkem pravé ruky) a zkumavku uzavřeme. Při protahování zátky
plamenem držíme stále kličku s kulturou v pravé ruce, nesmíme ji protáhnout
plamenem.
5.1.1. Na bakteriologické plotny
 Mírně odklopíme víčko, vsuneme dovnitř kličku s odebranou kulturou a lehkým
pohybem "kreslíme" po povrchu misky plochou očka. Způsob nanášení (čáry,
hádek, jeden organismus na misku nebo rozdělení a očkování několika
organismů) závisí na účelu kultivace.
5.1.2. Na šikmý agar
 Zkumavku s čerstvým mediem uchopíme do levé ruky, kličku s odebranou
kulturou držíme v pravé ruce.
10
 Malíkem pravé ruky otevřeme zkumavku, ožíhneme hrdlo, vsuneme dovnitř
kličku a plochou očka "kreslíme" hádka odspodu nahoru na plochu vzniklou
ušikmením agaru.
 Kličku vytáhneme, ožíhneme hrdlo a zátku a zkumavku uzavřeme. Vyžíháme
kličku.
Obr. 3: Očkování na bakteriologické plotny a šikmý agar
5.1.3. Do tekutého média
Stejně postupujeme při očkování do tekutého média ve zkumavce i v Erlenmeyerově
baňce:
 Nádobu držíme levou rukou, malíkem pravé ruky ji otevřeme, ožíhneme hrdlo a
kličkou, kterou od odebírání držíme v pravé ruce, naneseme kulturu na stěnu
nádoby, kousek nad hladinu, pečlivě rozetřeme a postupně převedeme do
média.
 Před uzavřením ožíhneme hrdlo i zátku, uzavřeme a suspenzi promícháme.
Vyžíháme kličku.
11
5.2. Očkování z tekutých médií
Při pouhém přeočkovávání můžeme i v tomto případě použít kličky (tekutinu
nabereme do jejího očka), většinou však používáme pipet a přenášení přesného známého
objemu. Skleněné pipety i špičky automatických pipet používané k očkování musí být sterilní.
 Odběr suspenze (inokula): Pipetu držíme v pravé ruce, zkumavku nebo baňku s
inokulem v levé ruce. Malíkem pravé ruky otevřeme baňku, ožíhneme hrdlo a
pipetou odebereme požadované množství inokula. Zátku stále držíme malíkem
pravé ruky, nesmíme pokládat.
 Po odběru vytáhneme pipetu, ožíhneme hrdlo i zátku a baňku uzavřeme. Pipetu
stále držíme v pravé ruce. Pak očkujeme:
5.2.1. Do tekutého média
 Malíkem otevřeme baňku či zkumavku s čerstvým mediem, ožíhneme hrdlo a z
pipety vypustíme do média požadovaný objem inokula.
 Pipetu odložíme do kbelíku se sterilizačním roztokem a nádobu asepticky
uzavřeme.
 Suspenzi protřepeme.
5.2.2. Na tuhé médium
 Očkuje se na tuhé médium v Petriho miskách, přímo na povrch média se vypustí
z pipety požadovaný objem, nejčastěji 0,1 - 0,5 ml. V tomto případě se inokulum
po povrchu roztírá sterilní tyčinkou (hokejkou). Hokejkou se lehce jezdí po
povrchu misky, dnem misky se otáčí v opačném směru.
 Stejně jako při přenášení inokula na misku se víčko odklápí minimálně, jen pro
vsunutí hokejky, levou rukou se stále přidržuje nad miskou.
 Při očkování většího objemu inokula (nad 0,5 ml) se inokulum pipetuje na
prázdné sterilní misky a zalévá agarem vytemperovaným na 45°C. Přikrytou
miskou se opatrně pohybuje, aby došlo k promíchání média s inokulem.
Určitou modifikací je pipetování inokula k vytemperovanému mediu ve zkumavkách, tam se
promíchá a potom vylévá na misky.
12
6. MIKROSKOPICKÉ POZOROVÁNÍ MIKROORGANISMÜ
6.1. Mikroskopický preparát
Některé morfologické znaky mikroorganismů je třeba posuzovat v mikroskopickém
preparátu. Pro posouzení skutečného tvaru živé buňky, pohybu bakterií a pod.
připravujeme nativní preparát. Vývoj a růst mikroorganismů pozorujeme zpravidla v tzv.
vlhké komůrce, kde jsou sledované buňky umítěny ve visuté kapce. Pro diferencované
vybarvení některých buněčných struktur nebo k rozlišení živých a mrtvých buněk
připravujeme vitálně barvené preparáty. Mezistupeň mezi vitálními a fixovanými preparáty
tvoří pozorování nezbarvených buněk na kontrastním pozadí - negativně barvené preparáty.
Fixované a barvené preparáty nám umožňují lepší rozlišení jednotlivých typů bezbarvých
bakteriálních buněk, jejichž tvar a struktura jsou bez předchozího barvení v optickém
mikroskopu málo zřetelné.
6.1.1. Příprava nativního preparátu
Postup :
 Podložní sklo vyjmeme z alkoholu, přidržíme nad plamenem a položíme na
tmavou podložku
 Do středu sklíčka naneseme kapku sterilní vody a vyžíhanou kličkou do ní
přeneseme malé množství kultury kultivované na ztuženém agarovém mediu
 Po důkladném rozmíchání překryjeme suspenzi krycím sklem tak, aby se
netvořily bublinky (k překrytí použijeme preparační jehlu nebo sklíčko držíme za
hrany a opatrně pokládáme). Pokud kapalina přesahuje okraje krycího skla,
odsajeme ji filtračním papírem
 Pro dlouhodobější pozorování chráníme preparát před vyschnutím tak, že hrany
krycího skla potřeme vazelínou, rozehřátým parafinem nebo bezbarvým lakem.
Poznámka:
Preparáty připravované z tekutých živných medií obsahují velké množství krystalků
a jiných disperzí, které působí rušivě a mohou se podobat bakteriálním buňkám.
Proto se doporučuje bakteriélní kulturu před přípravou preparátu centrifugovat a
živné prostředí nahradit sterilním fyziologickým roztokem.
6.1.2. Příprava fixovaného preparátu
Postup :
 Podložní sklo vyjmeme z alkoholu, přidržíme nad plamenem a položíme na
tmavou podložku blízko plamene
 Do středu sklíčka naneseme kapku sterilní vody a vyžíhanou kličkou do ní
přeneseme malé množství kultury
 Po důkladném rozmíchání suspemze zhotovíme pomocí sterilní kličky nebo
druhého podložního skla nátěr o ploše cca 2 cm2
 Preparát necháme volně na vzduchu uschnout a fixujeme
13
Fixace:
Účelem fixace je usmrcení buněk , neboť mrtvé buňky lépe příjjímají barvivo, a
zároveň přilnutí buněk k podložnímu sklu, aby nebyly během barvící procedury odplaveny.
Bakterie fixujeme zpravidla plamenem, mikroskopické houby a kvasinky většinou chemicky
( etanol, aceton ). Fixace plísní a kvasinek se provádí pouze při speciálních typech barvení a
její postup bývá součástí barvící metodiky.
Fixace plamenem: Sklíčko se zaschlým nátěrem třikrát protáhneme nesvítivým plamenem
kahanu tak, aby bakteriální kultura byla umístěna na horní straně sklíčka.
Po vychladnutí barvíme.
6.1.3. Příprava trvalého preparátu
Pokud si potřebujeme obarvený preparát bakteríí uchovat jako srovnávací a
dokladový materiál, zhotovíme si trvalý preparát.
Postup:
 Po mikroskopické kontrole odstraníme imerzní olej opláchnutím preparátu
xylenem a vysušíme na vzduchu
 Na nátěr naneseme malé množství kanadského balzámu, přikryjeme
odmaštěným krycím sklem, jemně zatížíme, aby balzám vyplnil celý prostor mezi
podložním a krycím sklem. Stejnoměrný tlak by měl trvat alespoň 10 minut.
 Preparát necháme vyschnout na temném, bezprašném místě dva až tři týdny.
Potom odstraníme přebytek zaschlého balzámu kolem okrajů krycího skla,
preparát uchováváme v suchu a temnu.
6.2. Vitální barvení
Stanovení procenta živých a mrtvých buněk má v praxi důležitou roli při stanovení
jakosti pekařského droždí nebo kontrole pivovarských kvasnic během technologického
procesu. Mrtvé buňky se stanovují buď přímo tzv. vitálním testem nebo nepřímo , kultivačně
(úloha 7.2.1.).
K přímému barvení se využívají některá netoxická barviva, nejčastěji metylenová modř, která
zbarví mrtvé buňky modře, živé buňky zůstávají nezbarveny.
Organismy:
24 hodinová kultura kvasinek ze sladiny
Pomůcky:
podložní a krycí skla, roztok metylenové modři v pufru o pH 4,6 ( R 6 )
Postup:
 Do středu podložního skla přeneseme kapku metylenové modři a důkladně v ní
rozetřeme kličku kultury kvasinek.
 Preparát překryjeme krycím sklem a ihned pozorujeme.
 Při zvětšení 10 x 45 počítáme zbarvené a nezbarvené buňky.
14
Hodnocení:
Mrtvé buňky se barví modře. Počítáme živé a mrtvé buňky ve dvaceti zorných polích
vitálního preparátu , počet mrtvých buněk vyjádříme v % celkového počtu.
Pozn:
Metylenová modř sama působí na kvasinky mírně toxicky, proto je potřeba zbarvený
preparát ihned mikroskopovat. Důležité je také dodržet pH barvícího roztoku.
Pro kontrolu vybarvení mrtvých buněk připravujeme vedle vitálně barveného preparátu také
preparát barvený po fixaci plamenem.
6.3. Barvení podle Grama
Barvení, které v roce 1884 použil Ch. Gram, zůstává jedním z nejdůležitějších
barvících postupů alpikovaných při diagnostice bakterií. Mikroorganismy nejen rozděluje na
zbarvené - grampozitivní a nezbarvené - gramnegativní, ale současně nám podává informaci
o dalších fyziologických a chemických charakteristikách bakteriálních buněk. (citlivost na
antibiotika, rozdíly v osmotických hodnotách, citlivost na zásaditá a kyselá barviva ...)
Podstata grampozitivity není dodnes uspokojivě vysvětlena. Pravděpodobně se zde
uplatňuje odlišné chemické složení buněčné stěny G+ a G- bakterií a její intaktnost.
Jedná se o barvení fixovaného preparátu a následné moření buněk roztokem jódu.
Vzniká komplex barvivo - jód - složky buněčné stěny, který lze z buněk některých rodů nebo
druhů mikroorganismů vyplavit etanolem nebo acetonem. Příslušné druhy jsou označovány
jako G-, jejich buněčné stěny jsou pro mikroskopická pozorování dobarvovány
karbolfuchsinem. Pokud barevný komplex zůstává v buněčných stěnách zachycen,
označujeme organismy jako G+.
Gramova reakce je u některých bakterií závislá na fyziologickém stavu buňky a na
složení kultivačního prostředí. Tyto organismy jsou označovány jako gramlabilní nebo také
gramvariabilní.
Některé vnější chemické a fyzikální vlivy - mechanické poškození, UV záření, některá
antibiotika, kyseliny, zásady , organická rozpouštědla, atd. mohou způsobit ztrátu
grampozitivity.
Organismy:
24 hodinové bakteriální kultury
Pomůcky:
Barvící roztoky - krystalová violeť (R2), Lugolův roztok (R3), karbolfuchsin
(R4), etanol, očkovací klička, odmaštěná podložní skla
Postup:
 Připravíme nátěr bakteriální kultury, dokonale vysušíme
 Fixujeme plamenem
 Převrstvíme krystalovou violetí - 30s
 Barvivo slijeme, preparát krátce opláchneme vodou - 2s
 Převrstvíme Lugolovým roztokem - 30s
 Barvivo slijeme, preparát krátce opláchneme vodou - 2s
15
 Preparát odbarvujeme etanolem nebo acetonem 20 - 30s
 Opláchneme vodou - 2s
 Dobarvíme zředěným karbolfuchsinem 30 - 60s
 Preparát znovu opláchneme tekoucí vodou a osušíme mezi filtračními
papíry.
 Pozorujeme pod olejovou imerzí.
Hodnocení :
Pozorujeme mikroskopem při zvětšení 40x a 100x, u zvětšení 100x použijeme
olejovou imerzi.
Grampozitivní organismy jsou zbarveny tmavě fialově až modročerně,
gramnegativní bakterie jsou červené nebo růžové. Tvar buněk zakreslíme do
protokolu, vyhodnotíme jejich grampozitivitu či gramnegativitu.
6.4. Negativní barvení
Negativní barvení tvoří přechod mezi pozorováním nezbarvených živých organismů a
fixovaným barveným preparátem. Metoda spočívá v obarvení pozadí, buňky zůstávají
nezbarvené, jejich obrysy jsou orámovány barvivem. Používá se k mikroskopickému
stanovení pouzder a slizů a k měření velikosti bakteriálních buněk, tedy v případech, kdy
nemůžeme preparát fixovat, protože by došlo ke změně velikosti buněk a k deformaci
pouzder.
Organismy:
Azotobacter sp., Bacillus cereus
Pomůcky:
očkovací klička, pipeta, podložní sklíčka, nigrosin (R 13), Kongo-červeň (R 8),
1% HCl, filtr. papír, imerzní směs, mikroskop
Postup:
 1. Barvení nigrosinem: Klička kultury bakterií se suspenduje v kapce vody na
sklíčku a přidá se kapka nigrosinu. Rozmíchá se a pomocí druhého krycího
sklíčka rozetře. Necháme uschnout volně na vzduchu. Nefixujeme!
 2. Barvení Kongo-červení: Na sklíčko se kápne kapka Kongo-červeně a přímo v
ní se suspendují buňky. Suspenze se rozetře po povrchu sklíčka a nechá
zaschnout. Převrstvíme na několik sekund HCl, slijeme, přebytečnou HCl
(neoplachujeme) ,osušíme filtračním papírem a dosušíme na vzduchu.
16
Hodnocení:
Pozorujeme pod imerzí, 1. světlé buňky na šedém pozadí, 2. světlé buňky na
modrém pozadí. Tvar buněk zakreslíme do protokolu.
6.5. Barvení pouzder (kapsulí)
Některé druhy bakterií tvoří za vhodných podmínek slizovité obaly kolem svých
buněk. Jsou složeny především z polysacharidů, jsou silně hydratované a chrání buňku proti
nepříznivým podmínkám. Slizovité obaly se vyskytují ve formě ostře ohraničených pouzder
(kapsulí) nebo se difuzně zřeďují do prostředí. Na agarových vrstvách rostou tyto bakterie ve
formě mukózních kolonií. Tato forma může spontánní mutací přecházet na formu, která sliz
netvoří. Polysacharidové obaly znesnadňují izolaci bakterií, neboť se na nich zachycují
buňky jiných druhů. Důkaz tvorby pouzder je založen na špatném pronikání některých
sloučenin slizovitou vrstvou.
Organismy:
Azotobacter sp.
Pomůcky:
podložní sklíčka, kličky, pipety, karbolfuchsin (R 4), nigrosin (R 13), Kongočerveň
(R 8), HCl 1%, methylenová modř (R 6)
Postup:
 1.metoda: Do kapky dest. vody na podložním sklíčku se přenese malé množství
kultury Azotobactera z nahromaďovací půdy. Promíchá se a suspenze se rozetře
po povrchu sklíčka. Nechá se uschnout volně na vzduchu. Nefixovat! Barvíme
horkým karbolfuchsinem, kterým sklíčko převrstvíme a opatrně zahříváme nad
plamenem do výstupu par, 1-2 minuty. Opláchneme vodou a negativně obarvíme
nigrosinem, který se kápne do rohu sklíčka a rozetře do tenké vrstvy. Rychle
osušíme, např. vysoušečem na vlasy, aby se buňky neodbarvily.
 2.metoda: Připravíme preparát Azotobactera negativně obarvený Kongo-červení
(viz předchozí úloha) a buňky obarvíme metylenovou modří - preparát se
převrství na 3 minuty, potom se slije a usuší volně na vzduchu.
Hodnocení:
Pozorujeme pod imerzí 1.červené buňky, růžová pouzdra a šedé pozadí, 2.modré
buňky, světlá pouzdra a modré pozadí. Zakreslit!
6.6. Barvení spór
Některé rody bakterií (např. Bacillus, Clostridium) mohou vytvářet "klidové" formy
zvané spóry (neboli, protože mohou vznikat pouze uvnitř buňky, endospóry). Povrch spór je
tvořen silným, špatně prostupným obalem, proto jsou velice odolné vůči působení
nepříznivých vnějších vlivů a toxických látek a také obtížně barvitelné. V preparátech
barvených běžnými technikami zůstávají neobarvené a vybarví se pouze jejich obal. Proto se
barví po předchozím moření nebo za tepla pomocí silných barviv, potom se těžko odbarvují
kyselinami (acidorezistence) i jinými sloučeninami.
17
Organismy:
Bacillus cereus, Bacillus subtilis
Pomůcky:
eozin nebo kongo-červeň nebo neutrální červeň (5% vodné roztoky),
malachitová zeleň (R 15), safranin (R 14), 5% kyselina chromová,
karbolfuchsin (R 4), metylenová modř (R 5), 5% kyselina sírová
Postup:
Běžným způsobem se připraví preparát, po uschnutí se fixuje v plameni a barví:
 1.metoda: Nátěr se převrství malachitovou zelení, nad kahanem zahřeje do
výstupu par a potom za stálého přihřívání a doplňování barviva barví 5 minut.
Potom se opláchne vodou a dobarvuje kontrastním barvivem - eozinem, kongočervení
nebo neutrální červení. Znovu se opláchne a usuší na vzduchu.
 2.Möllerova metoda: Nátěr moříme 10 minut kyselinou chromovou, opláchneme
vodou, pokryjeme karbolfuchsinem a zahříváme nad mírným plamenem, do
výstupu par a pak 2 minuty, barvivo nesmí vyschnout. Po zchladnutí se opláchne
vodou a 10 s odbarvuje 5% kyselinou sírovou, pak znovu opláchne vodou.
Odbarvené vegetativní buňky se dobarví metylenovou modří 4-6 minut, preparát
se opláchne vodou a usuší na vzduchu.
Hodnocení:
Mikroskopujeme imerzním objektivem, pozorujeme: 1. Spory jsou zbarveny zeleně,
zbylý buněčný obsah červeně. 2. Spory jsou červené a zbytek buňky modrý. Tvar
pozorovaných buněk zakreslíme do protokolu.
18
7. KVANTITATIVNÍ HODNOCENÍ MIKROBIÁLNÍCH KULTUR
Stanovení počtu mikrobiálních buněk nebo celkové biomasy je nedílnou součástí
mnoha experimentů v mikrobiologické laboratoři. Stanovuje se v daném objemu, přepočítává
obvykle na 1ml původního vzorku. Těmito hodnotami jsou potom korigovány získané
výsledky experimentů. Počítání mikroorganismů je nezbytné při sledování růstu a
rozmnožování, při hodnocení podílu jednotlivých skupin mikroorganismů na celkovém
zastoupení mikroorganismů. Používané metody se dělí na přímé - mikroskopické,
využívající počítání buněk v mikroskopickém preparátu a nepřímé - kultivační, kterými
stanovujeme celkový počet životaschopných buněk pomocí počítání kolonií na agarových
plotnách. Mezi nepřímé metody můžeme zařadit i metody nefelometrické. Výběr
nejvhodnější metody je závislý na účelu stanovení. Výhodou mikroskopického počítání je
rychlost získání výsledků, získané výsledky zahrnují jak živé tak mrtvé buňky. Kultivační
metody jsou nákladnější a časově náročnější, poskytují však obraz o skutečném
fyziologickém stavu kultury. Nefelometrické metody můžeme použít pouze pro čiré roztoky a
určité koncentrace buněk.
7.1. Přímé stanovení počtu buněk mikroskopickým počítáním
K počítání pod mikroskopem se používají suspenze o vhodné hustotě, preparáty buď
bez úpravy nebo upravované - fixací, barvením. K pozorování nezbarvených buněk se
používá upravené mikroskopické techniky, např. fázového kontrastu.
7.1.1. V počítací komůrce
Pro počítání mikroorganismů jsou používány různé typy počítacích komůrek
(Thomova, Bürkerova, Vošahlíkova). Všechny se skládají ze silného podložního skla s
vyrytou sítí čtverečků a krycího skla, které se pokládá na boční lišty, čímž vzniká mezi
sklíčky prostor o přesně definované hloubce. Pokud nemáme k dispozici komůrku, můžeme
počítat mikroorganismy v zorném poli a přepočítáme na plochu krycího skla, pracujeme se
známým objemem suspenze.
Organismy:
kvasinky Saccharomyces cerevisiae (pekařské droždí)
Pomůcky:
Bürkerova komůrka, sterilní pipety a destilovaná voda, metylenová modř (R6).
Postup:
 Použijeme Bürkerovu počítací komůrku, která má plošky o obsahu 1/25 a
1/400mm2
a hloubku prostoru mezi sklíčky 0,1 mm (objemy 1/250 nebo
1/4000mm3
).
 Suspenze, ve které máme stanovovat počet buněk, se vhodně naředí a důkladně
zhomogenizuje a pipetou se přenese do prostoru na podložním sklíčku.
 Naplněnou komůrku necháme stát asi 5 min - buňky se usadí na dno.
19
 Počítáme buňky v jednotlivých ploškách (menších čtverečcích) stále stejným
postupem - vždy zahrnujeme do obsahu jedné plošky buňky ležící na 2
sbíhajících se stranách (např. na levé a dolní straně, objekty na pravé a horní
straně do počtu buněk na plošce nezahrnujeme). Je nutno spočítat buňky ve
větším počtu políček (80) z různých částí komůrky (postupujeme po řadách, vždy
jedním směrem).
 K odlišení živých a mrtvých buněk je možno využít vitální test.
Hodnocení:
Výpočet: malý čtvereček - plocha 1/400 mm2
, objem nad 1 ploškou 1/4000mm3
,
počet vyhodnocených plošek - 80, zjištěný celkový počet buněk - 800, ředění
suspenze - 10x. Počet buněk v 1ml původní suspenze = 800/80 . 4000 . 10 =
400000 = 4.105
buněk. Pokud se použije vitálního testu, hodnotí se kromě
celkového počtu buněk ještě počet mrtvých buněk a stanoví se procento mrtvých
buněk v suspenzi.
7.1.2.Na fixovaných a barvených preparátech
Použití této metody je vhodné, jestliže potřebujeme preparáty uchovat jako
dokladový materiál nebo je nutno transportovat již přímo zpracované preparáty.
Postup:
 K přípravě preparátu se používají podložní sklíčka, která mají na spodní straně
rydlem nebo fixou označenou přesně definovanou plochu (např. pomocí
milimetrového papíru). Na tuto plochu se pak nanáší známý objem suspenze,
rozetře se po označené ploše a po usušení a fixaci barví (např. safraninem,
erythrosinem, karbolfuchsinem). Buňky se počítají nejméně v 10 zorných polích
změřených objektivovým mikrometrem.
Hodnocení:
Výpočet celkového počtu buněk v 1ml suspenze: průměrný počet buněk v jednom
zorném poli násobíme plochou preparátu (políčka) a dělíme plochou zorného pole a
použitým objemem.
7.1.3. Na membránových filtrech
Metoda se využívá tam, kde můžeme dobře oddělit mikroby od ostatní biomasy a kde
potřebujeme zkoncentrovat jejich buňky z větších objemů vzorku. V praxi se jedná
především o rozbory vody.
Postup:
 Vzorky filtrujeme varem sterilizovanými membránovými filtry (velikost pórů 0,4 až
0,7 m), filtrujeme vždy 2 různé objemy od 1 vzorku, tyto objemy volíme podle
předpokládaného množství mikroorganismů ve vzorku (např. vodovodní voda
100 a 10 ml, silně znečištěné vody je nutno ředit).
 Mikroorganismy zachycené na filtru barvíme karbolerythrosinem (30 - 80 minut v
misce s vrstvou filtr. papírů nasycených barvivem nebo 5 - 10 minut na hladině
2% roztoku barviva na hodinovém skle na horké vodní lázni. Filtr se pak přenáší
do několika misek s filtračními papíry a destilovanou vodou (vymytí přebytečného
barviva). Vysušený filtr přeneseme do kapky imerzního oleje na podložním skle,
20
další kapku naneseme na membránu a preparát uzavřeme krycím sklem.
Počítáme imerzním objektivem a buď okulárem s vloženou měřící síťkou nebo
buňky v 1 zorném poli, počítáme dostatečný počet polí.
Hodnocení:
Vypočítáme množství buněk v 1ml vody:
A1.n
X =
A2.V
kde :
X = počet buněk v 1ml vody
n = průměrný počet buněk v 1 počítané plošce (čtvereček nebo zorné pole)
A1 = filtrační plocha aparátu v m2
A2 = plocha 1 čtverečku nebo 1 zorného pole
V = objem filtrované vody v ml
7.2. Nepřímé stanovení počtu buněk
7.2.1. Kultivační stanovení celkového počtu životaschopných buněk
Nejčastějším způsobem počítání buněk mikroorganismů pomocí kultivace je počítání
kolonií vyrostlých na agarových plotnách. Metoda vychází ze základního empiricky
ověřeného předpokladu, že z 1 životaschopné buňky vyrůstá 1 kolonie. Pojmem
"životaschopnost" se v tomto případě rozumí schopnost buňky vytvářet na agarovém živném
mediu viditelné makroskopické kolonie. Zaočkování inokula do agarového média je možno
provádět dvěma způsoby: 1. očkováním inokula (nejlépe v objemu do 0,5 ml) na předsušené
agarové plotny a jeho rozetřením sterilní hokejkou nebo 2. zalitím potřebného objemu
inokula (nejčastěji 1 ml) vytemperovaným agarem a důkladným rozmícháním. Druhou
metodu je možné použít i pro stanovení anaerobů (kultivace pod parafinem).
Suspenzi je nutné před očkováním ředit, aby na tuhém mediu vyrostly jednotlivé
kolonie, které se nepřekrývají svými okraji. Obvykle se používá při ředění koeficient 10,
buňky se vyřeďují postupně, aby se zabránilo rozbití buněk osmotickým šokem. Pro určení
optimálního konečného zředění je nutno odhadnout hustotu suspenze (0-103
buněk/ml bez
opalescence, 105
/ml lehce opaleskuje, 107
-109
/ml tvoří mléčný zákal, závisí na tvaru a
velikosti buněk).
Organismy:
Micrococcus varians, Escherichia coli, Pseudomonas putida
Pomůcky:
sterilní bakteriologické plotny s MPA (M 2), sterilní zkumavky, pipety, hokejky, sterilní
fosfátový ústoj (R 16) nebo fyziologický roztok (R 1).
21
Postup:
1.ředění
 Připraví se řada sterilních zkumavek s 0,9 ml sterilního ústoje.
 Ze vzorku se sterilně odebere 0,1 ml suspenze a přenese se do 1. zkumavky.
 Čistou pipetou se nejprve promíchá obsah 1. zkumavky, a potom odebere 0,1ml,
která se přenese do 2. zkumavky.
 Další čistou pipetou se opět nejprve obsah 2. zkumavky promíchá a pak odebere
0,1 ml do 3. zkumavky. Stejným způsobem se pokračuje až do konečného
zředění.
 Všechny kroky ředění je nutno provádět sterilně.
2.Očkování
 Očkujeme na předem připravené a popisovačem označené plotny s MPA (u
stanovení specifických skupin mikroorganismů na příslušné jiné médium, např.
Endo-agar).
 Očkujeme 0,1 ml suspenze na 1 misku, vždy alespoň 3 misky od každého
ředění.
 Napipetovaný vzorek se roztírá sterilní hokejkou krouživým pohybem po celém
povrchu misky. Dnem misky se otáčí v opačném směru a na hokejku se netlačí.
 Při pipetování i "hokejkování" otvíráme misky co nejméně.
 Pro kontrolu sterility naočkujeme na 2 misky po 0,1 ml ředicího roztoku.
3.Kultivace
 Kultivujeme v termostatu při 30°C 2-3 dny, misky pokládáme dnem vzhůru
Hodnocení:
K hodnocení vybereme nejvhodnější ředění (20 - 200 kolonií na misce) a spočítáme
počet kolonií na všech miskách tohoto ředění. Počítané kolonie si označíme na spodní
stranu misky fixou. Ze získaných hodnot spočítáme průměr, číslo
vynásobíme ředěním a 10ti (pipetovali jsme 0,1ml na misku).
Př.: Průměr ze 3 misek je 75, ředění 10
-5
, dostaneme potom
75.10
5
.10=7,5.10
7
CFU/ml. Počet buněk se uvádí jako CFU = colony forming
units v 1ml, protože ne vždy reprezentuje 1 kolonie 1 buňku, některé buňky jsou
dočasně spojeny a vyrůstá z nich pak 1 kolonie.
22
Obr . 4 Kultivační stanovení počtu buněk
7.2.2. Nefelometrické stanovení počtu buněk
Metoda je založena na zjištění aktuální hustoty buněk nefelometrem. Rozptyl světla v
zakalené kapalině závisí na jeho vlnové délce, optických vlastnostech kapaliny i vlastnostech
rozptýlených částic. Metodu lze použít pouze v kombinaci s mikroskopickou nebo kultivační
metodou stanovení počtu buněk a pouze v určitém koncentračním rozmezí suspendovaných
částic (při příliš vysokých koncentracích buněk v suspenzi je světlo absorbováno okolní
kapalinou, takže hodnoty neodpovídají skutečnosti.
Postup:
 Nejprve sestrojíme kalibrační křivku, vyjadřující závislost optické denzity (OD) na
počtu buněk (ev. log) při vhodné vlnové délce (např. 620nm). Použijeme k tomu
řadu ředění vzorku v použitém rozpouštědle, živném mediu nebo ústoji. U
každého ředění změříme optickou denzitu a stanovíme počet buněk
(mikroskopicky nebo kultivačně).
 Změříme optickou denzitu vzorku, ve kterém stanovujeme počet buněk.
23
Hodnocení:
Sestrojíme graf. Z něj potom po vynesení změřených hodnot OD odečítáme počet
buněk (téhož organismu ve stejném mediu). ! Přesně stanovit počet buněk lze
pouze v lineární části křivky !
Pozn: Metoda je vhodná tehdy, zjišťujeme-li počet buněk ve velkém počtu opakování u
téhož organismu a za stejných podmínek.
24
8. BAKTERIE V PŮDĚ
8.1. Přímé barvení půdních bakterií
Půda je jedním z přirozených stanovišť mikroorganismů. Mikroorganismy jsou
rozhodujícím činitelem při vzniku půdy, ovlivňují půdní strukturu, účastní se rozkladu
organické hmoty - ať už v procesu humifikace nebo mineralizace - mají nezastupitelnou roli
při přeměně a koloběhu biologicky důležitých prvků v přírodě.
Produkují řadu látek, jimiž ovlivňují růst rostlin - vitamíny, růstové látky ....
Zanedbatelná není ani jejich schopnost fixovat vzdušný dusík.
Zastoupení jednotlivých skupin bakterií v půdě můžeme zjišťovat metodou přímého
barvení v půdním vzorku. Pro přesnou identifikaci je nutno mikroorganismy izolovat a dále
kultivovat v čistých kulturách.
Organismy:
vzorky zeminy odebrané z různých lokalit
Pomůcky:
Podložní skla, karbolerytrosin, 0,1% agar, 96% etanol, 0,015 % roztok želatiny,
40% kyselina octová, 1% roztok bengálské červeni, 1% roztok erytrosinu Y
Postup: 1.
 Připravíme suspenzi zeminy ve sterilní vodě 1 : 10
 Kapku suspenze necháme zaschnout na sklíčku, převrstvíme 0,1% roztokem
agaru ve vodě a usušíme při 40 - 50 o
C.
 Na suchý preparát kápneme několik kapek 96% etanolu , usušíme na vzduchu
 Fixovaný preparát barvíme karbolerytrosinem 5 - 15 minut , dobu barvení
můžeme prodloužit, případně preparát slabě zahřát
 Opláchneme vodou, usušíme
Postup: 2.
 Připravíme suspenzi zeminy 1 : 10 v 0,015% vodném roztoku želatiny
 Natřeme tenký film na podložní sklo, usušíme
 Ponoříme do 40% kyselny octové na 1 - 3 minuty, opláchneme vodou a usušíme
na vodní lázni
 Barvíme 1 minutu 1% vodným roztokem erytrosinu Y nebo 1% vodným roztokem
bengálské červeni. Po dobu barvení necháme sklíčko stále na vodní lázni
 Opláchneme vodou, usušíme
Hodnocení:
Mikroskopicky vyhodnotíme zastoupení mikroorganismů v jednotlivých vzorcích půd
25
8.2. Izolace bakterií poutajících vzdušný dusík
Atmosféra nám poskytuje obrovskou zásobu plynného dusíku (asi 78%), ale jen malý
počet organismů je vybaven enzymatickým aparátem, který jim umožňuje vzdušný dusík
vázat a využívat. Mezi volně žijící bakterie disponující touto schopností patří rody
Azotobacter a Clostridium.
Azotobacter chroococcum je druh náročný na podmínky prostředí, jeho podíl na
celkovém množství půdní mikroflory je relativně malý - uvádí se 102
- 104
buněk /1g půdy.
Vyskytuje se jen v dobře provzdušňovaných a hnojených půdách s neutrální až alkalickou
reakcí. Nejčastěji jej lze nalézt v těsné blízkosti kořenového systému rostlin, kde je půda
obohacena o organické látky - kořenové výměšky. Vyžaduje přítomnost cukrů, jednoduchých
alkoholů nebo solí organických kyselin, jejichž oxidací získává azotobakter energii potřebnou
k fixaci molekulárního dusíku. Poměrně velké jsou i jeho nároky na přítomnost fosforu a
vápníku, z mikroelementů molybdenu, bóru, vanadu, železa a manganu. V kyselých půdách
nefixuje dusík. Jeho teplotní optimum se pohybuje mezi 25 -30o
C .
Clostridium pasteurianum patří do skupiny přísně anaerobních bakterii máselného
kvašení. Je tolerantní ke kyselé i zásadité reakci půdy, dobře snáší vysoké nasycení půdy
vodou a nižší teploty. Malé nároky na prostředí a schopnost tvořit spóry umožňují jeho
rozšíření téměř ve všech typech půd. Zastoupení v půdní mikroflóře je udáváno v rozmezí
103
-105
buněk/1g půdy.
8.2.1. Izolace azotobactera
Izolaci provádíme na selektivním bezdusíkatém mediu, které eliminuje druhy
vyžadující přítomnost dusíku. Médium nezaručuje eliminaci mikroskopických hub.
Organismy:
Vzorky zeminy z úrodné, dobře provzdušňované půdy
Média:
Petriho misky s Ashbyho agarem (M 5)
Pomůcky:
očkovací kličky
Postup:
 a) Petriho misky s Ashbyho agarem zaočkujeme 0,5 ml půdního extraktu (viz
izolace clostridia)
 b) Petriho misky s Ashbyho agarem zaočkujeme přímo zrníčky zeminy
 Kultivujeme 72 hodin při 30o
C.
 Čistotu izolované kultury hodnotíme křížovým roztěrem
Hodnocení:
Přítomnost azotobactera se projeví průhlednými, později hnědnoucími slizovitými
koloniemi.
Provedeme mikroskopickou kontrolu
26
8.2.2. Izolace clostridií
Izolaci provádíme ze zeminy s kyselou půdní reakcí, v anaerobních podmínkách.
Přítomnost nesporulujících anaerobních bakterií vyloučíme pasteurizací.
Organismy:
vzorky lesní zeminy
Média:
MPB č.2 (M 1) s 5% glukózy (po 5 ml ve zkumavkách)
Pomůcky:
Vodní lázeň, zkumavky, zařízení pro filtraci, pipety, sterilní parafinový olej
Postup:
 Připravíme půdní extrakt:
zeminu smícháme s destilovanou vodou v poměru 1 : 10
třepeme alespoň 10 minut
zfiltrujeme dvakrát přes buničitou vatu (filtrát není zcela čirý)
 Pasteurizujeme 10 - 20 minut při 75o
- 80o
C na vodní lázni
 Do horkého, čerstvě přesterilizovaného média pipetujeme pasteurizovaný půdní
extrakt (1 ml) a ihned převrstvíme 1 ml sterilního parafinového oleje
 Kultivujeme 72 hod. při 30o
C
Hodnocení:
Během kultivace pozorujeme tvorbu plynu,
kultura má charakteristický zápach po kyselině máselné,
na dně zkumavky se tvoří světlá usazenina.
Provedeme mikroskopickou kontrolu.
27
8.3. Izolace celulolytických bakterií
Podstatnou součástí buněčných stěn rostlinných buněk je celulóza. V rostlinném
materiálu je zpravidla doprovázena dalšími těžko odbouratelnými průvodními látkami hemicelulózami,
ligninem, pektinovými a tukovými látkami.
Na jejich rozkladu se podílí celá řada mikroorganismů schopných hydrolyticky štěpit
celulózu na celobiózu a dále na glukózové jednotky. Největší podíl na těchto procesech mají
aerobní celulolytické bakterie. Jejich zastoupení v půdě je jedním z ukazatelů úrodnosti. V
intenzivně obdělávaných půdách se vyskytují zástupci rodů Cytophaga, Cellvibrio,
Cellfalcicula, Sporocytophaga, atd. Ve slabě obdělávaných a zvláště kyselých půdách
převládají mikroskopické houby.
Mikroorganismy:
Vzorky zeminy z různých stanovišť
Média:
Půda pro izolaci celulolytických bakterií (M 13)
Pomůcky:
Zkumavky, chromatografický papír
Postup:
 Zkumavky naplníme do 1/3 živným roztokem
 Do roztoku zasuneme proužek chromatografického papíru tak, aby alespoň 3cm
vyčníval nad hladinu
 Sterilizujeme 20 minut při 120o
C
 Po ochlazení na pokojovou teplotu očkujeme 2 ml půdního extraktu (viz úloha č.
8.2.2.)
 Kultivujeme při 25o
C 10 dní
 Z izolovaných kultur připravíme preparáty a provedeme mikroskopickou kontrolu
Hodnocení:
Rozklad celulózy se projeví zbarvením filtračního papíru a jeho postupným
rozkladem na napadených místech.
Popsanou izolační technikou většinou získáme zástupce rodů Cellvibrio a
Cellfalcicula, v našich experimentech se projeví tvorbou žlutého a hnědého
pigmentu,Sporocytophaga s okrovým pigmentem a Cytophaga s pigmentem
oranžovým, červeným nebo zeleným.
Pozn: Čisté kultury izolujeme křížovým roztěrem na syntetickém mediu s celulózou.
28
8.4. Izolace lipolytických bakterií
Tuky jsou v půdě odbourávány na volné mastné kyseliny a glycerol. Tento proces
zahrnuje celý komplex enzymatických reakcí, na kterých se podílejí především
mikroorganismy náležející k rodům Pseudomonas, Mycobacterium, Serratia a
Corynebacterium.
Orientační stanovení druhového zastoupení a rychlosti rozkladu tuků lze provést
následující metodou:
Organismy:
Vzorky zeminy odebrané z různých stanovišť
Média:
MPA č.1 (M 2), tuky ( lůj, sádlo, tributyrin, tween )
Pomůcky:
Zkumavky, pipety, Petriho misky, 20% CuSO4
Postup:
 Rozvařené živné médium rozpipetujeme po 15 ml do zkumavek
 Přidáme 0,15g tekutého tuku
 Sterilizujeme 20 minut při 120o
C
 Celý obsah zkumavky vlijeme do Petriho misky a kývavým pohybem
promícháme. Tím zajistíme rovnoměrné rozptýlení tuku v misce.
 Na utuhlé médium očkujeme částice zeminy nebo půdní extrakt ( viz úloha
č.8.2.2. )
 Kultivujeme ve dvou variantách - při 37o
C a 25o
C - po dobu 24 - 72 hodin.
 Do každé misky pipetujeme 5 ml roztoku CuSO4 , necháme 15 minut působit,
přebytečný roztok slijeme.
Hodnocení:
V místech, kde byl tuk mikroorganismy rozštěpen, se výrazně vyjasní živné
médium, okraje zóny jsou obvykle křídově bíle zbarveny. V přítomnosti CuSO4 se
kolem kolonií objeví zelené zbarvení.
Na misce je možno nalézt různé druhy mikroskopických hub - Penicillium,
Geotrichum, Aspergillus...., kvasinek, z bakterií Bacillus subtilis, Serratia
marcescens, Pseudomonas fluorescens, Pseudomonas putida apod.
Pozn.: Přesnější identifikaci lze provést až po další izolaci a biochemickém testování.
29
9. BAKTERIE VE VODĚ
Sladká voda je jedním z přirozených stanovišť bakterií. Jejich množství a druhové
zastoupení závisí na zdrojích uhlíkaté a dusíkaté výživy a na přítomnosti kyslíku. Ve vodě
přítomné bakterie můžeme rozdělit do tří základních skupin:
a) Autochtonní vodní bakterie, typické vodní bakterie, jsou zastoupeny především rody
Chromobacterium, Flavobacterium, Micrococcus, Sphaerotilus, Leptothrix a Spirillum.
Pokud je ve vodě velké množství organické hmoty, ve větším množství se vyskytují
anaerobní nebo fakultativně anaerobní bakterie (např. Clostridium).
b) Půdní bakterie (rody Bacillus, Micrococcus, Streptomyces a koryneformní bakterie Corynebacterium,
Brevibacterium) se do vody dostávají splavováním půdy. Jedná se
převážně o aerobní bakterie a nacházíme je hlavně ve svrchních vrstvách. Vzhledem k jejich
mohutnému enzymatickému systému je jejich výskyt limitován koncentrací živin.
c) Baktérie ze střev člověka a zvířat, především zástupci čeledi Enterobacteriaceae, dále
některé streptokoky (např. Streptococcus faecalis) a některé druhy rodu Clostridium. Za
určitých podmínek můžeme izolovat i patogenní bakterie (Salmonella typhi, Shigella
dysenteriae ...), jejich výskyt ve vodě je však krátkodobý, protože voda pro ně není vhodným
stanovištěm.
9.1. Základní mikrobiologický rozbor vody
Mikrobiologický rozbor vody je vedle hodnocení chemického a ev. biologického
základní složkou komplexního posouzení kvality u všech typů vod. Některá stanovení jsou
zařazena do státních norem a způsob jejich provedení je tedy závazný pro všechny
provádějící organizace (ČSN 830521 "Mikrobiologický rozbor pitné vody"), jiná jsou
doplňující, zvláště ve sporných případech v některých povrchových vodách, při znečištění
zdrojů pitné vody nebo při sledování kvality vyčištěné vody odpadní.
Při rutinním mikrobiologickém rozboru vody není možno stanovovat všechny
přítomné mikroorganismy, ani se pro náročnou metodiku neprovádí stanovení všech
patogenních (= onemocnění způsobujících) mikroorganismů. Proto se pro zjištění, zda se ve
sledované vodě vyskytují z hygienického hlediska závadné bakterie, využívá stanovení
indikátorových skupin bakterií (bakterií stejného ekologického charakteru, které lze rychle a
poměrně jednoduše stanovit).
9.1.1. Stanovení indikátorů obecného znečištění
a) Psychrofilních bakterií
Jedná se o bakterie s růstovým optimem 20°C, indikují přítomnost organických látek
rychle rozložitelných bakteriemi při nízkých teplotách. Jejich stanovení se provádí u pitných
vod, u povrchových vod především v případě využití zdroje k úpravě na vodu pitnou a v
ostatních případech v závislosti na účelu mikrobiologického rozboru.
Postup:
Po 0,1 ml příslušně naředěného vzorku pipetujeme na 3 sterilní plotny s MPA,
důkladně rozetřeme sterilní hokejkou a kultivujeme dnem vzhůru 72h při 20°C.
Hodnocení:
Spočítáme vyrostlé kolonie na miskách s nejvhodnějším ředěním (30-300 kolonií) a
průměr přepočítáme na 1 ml původního neředěného vzorku.
30
b) Mezofilních bakterií
Tyto bakterie, rostoucí aerobně při 37°C, indikují znečištění mikroflorou
teplokrevných živočichů a člověka, včetně mikrobů patogenních.
Postup a hodnocení:
Shodné jako u bakterií psychrofilních, kultivujeme při teplotě 37°C po dobu 48h.
9.1.2. Stanovení indikátorů fekálního znečištění
Jako indikátory fekálního znečištění se stanovují koliformní bakterie a enterokoky,
tedy bakterie vyskytující se ve střevě. Indikátorová hodnota obou těchto skupin není a
nemůže být jednoznačná a je hodně diskutována, zatím však nebyly jako základní
organismy hygienického hlediska uspokojivě nahrazeny.
a) Koliformních bakterií
Tato skupina zahrnuje bakterie náležející do čeledi Enterobacteriaceae (G- tyčky
netvořící spory), běžné obyvatele tlustého střeva člověka a některých zvířat. Nejčastějším
zástupcem je Escherichia coli, i ostatní příbuzné druhy mají podobné morfologické a
fyziologické vlastnosti (zkvašování laktózy do 48h za tvorby kyseliny a plynu, negativní
cytochromoxidázový test). Jejich přítomnost ve vodě je důkazem znečištění fekáliemi a
v tomto případě se mohou ve vodě vyskytovat i střevní patogenní bakterie (Salmonella,
Schigella). V případě, že je podezření na přítomnost některých těchto patogenů, je potřeba
rozšířit základní rozbor o jejich stanovení.
Postup:
1. Stanovení na Endo-agaru
Přes sterilní membránový filtr o velikosti pór cca 0,3 m (např. SYN-POR 7)
zfiltrujeme 10 ml pitné vody ze zdroje pro individuální zásobování nebo 100 ml vody ze
zdroje pro hromadné zásobování (membránu klademe do sterilního filtračního přístroje
ožíhnutou pinzetou, lesklou stranou nahoru). U povrchových vod s větším znečištěním
filtrujeme menší objem vzorku nebo pipetujeme vzorek přímo na misku (stejně jako u
psychrofilních a mezofilních bakterií).
Po filtraci sterilně přeneseme membránu na plotnu s Endo-agarem tak, aby spodní
strana dobře přilnula na povrch plotny. Kultivujeme v termostatu dnem vzhůru při 37°C 48h.
2. Stanovení kvasnou zkouškou
Metodu používáme souběžně s Endo-agarem u pitných vod, v některých případech u
vod povrchových a odpadních. Test provádíme v tekutém mediu s laktózou, dojde k
pomnožení koliformních bakterií za tvorby kyselin a plynu, nebo jen kyselin.
Do zkumavky s 9 ml média a s plynovkou přidáme 1 ml vzorku, opatrně promícháme
a inkubujeme při 37°C 24h, při negativním výsledku dalších 24h.
3. Stanovení fekálních koliformních bakterií
Provedením tzv. teplotního testu stanovíme podíl koliformních bakterií pocházejících
přímo ze zažívacího traktu teplokrevných živočichů a člověka, tedy čerstvé fekální
znečištění. Odlišíme je od bakterií pocházejících ze staršího znečištění, které jsou již
součástí heterotrofního společenstva dané lokality.
Test provádíme při teplotě 43°C na Endo-agaru a v mediu s laktózou stejně jako při
37°C.
31
Hodnocení:
1. a 3.: Počítáme kolonie na membráně (eventuelně přímo na agarové plotně).
Kolonie charakteristické pro koliformní bakterie mají červené zbarvení (laktózopozitivní) a
negativní cytochromoxidázový test.
2. a 3.: Tvorba kyselin se projeví zežloutnutím média, tvorba plynu bublinou v
plynovce. Za pozitivní výsledek zkoušky se považuje současná tvorba kyselin a plynu nebo
jen tvorba kyselin.
b) Enterokoků
Enterokoky jsou skupina G+ streptokoků, která se vyskytuje v trávicím traktu člověka
a živočichů. Oproti koliformním bakteriím se vyznačují relativně vyšší termorezistencí a
odolností vůči dalším fyzikálním a chemickým vlivům okolního prostředí. Jsou považovány za
významný indikátor fekálního znečištění, především ve vodách pitných, upravovaných
dezinfekcí.
Postup:
Vodu filtrujeme stejně jako pro stanovení koliformních bakterií a membránu
kultivujeme na půdě s azidem sodným a TTC. Misky inkubujeme dnem vzhůru 48h při 37°C.
Více znečištěné vzorky můžeme přímo vyočkovávat na misku.
Hodnocení:
Počítáme úplně nebo částečně červené kolonie, bílé a bezbarvé kolonie nepočítáme.
9.1.3. Odběr vzorků pro mikrobiologická stanovení
Odběr vody se provádí do sterilních zábrusových lahví, u zdrojů pro lokální
zásobování odebíráme 250 ml, u vodovodů více. U znečištěných povrchových a odpadních
vod stačí 100-150 ml (pro základní rozbor, pro speciální stanovení je třeba odebírat až 1l).
Při odběru je nutno zajistit, aby nedošlo ke kontaminaci z okolního prostředí. Při odběru z
vodovodního kohoutku nebo pumpy necháme vodu nejprve 5 min rovnoměrně odtékat.
Potom naplníme odběrovou láhev tak, že mezi hladinou a zátkou zůstane asi 2 cm vysoký
prázdný prostor. Po uzavření láhve zátku překryjeme hliníkovou folií. Vzorky je nutno
zpracovat co nejdříve po odběru, nejlépe do 2h, maximálně do 6h, v případě transportu a
uchovávání v chladničce (4-6°C) maximálně do 24h.
32
9.2. Provedení základního rozboru pitné vody (cvičení)
Pomůcky:
bakteriologické plotny s MPA (M 2) a s Endovým agarem (M 6), sterilní pipety,
hokejky, zkumavky a fosfátový ústoj (pH 7,2), vzorek pitné vody.
Postup:
 1.Odebereme vzorek pitné vody.
 2.Vodu ředíme ve sterilním fosfátovém ústoji (0,2 ml vzorku do 1,8 ml fosf.
ústoje, promíchat čistou pipetou a odebrat 0,2 ml do další předem připravené
zkumavky s 1,8 ml fosfátového ústoje) do ředění 10-2
. Dbáme na dodržení všech
podmínek sterilní práce.
 3.Očkujeme 0,1 ml vody neředěné i všech ředění na misky s MPA pro stanovení
psychrofilních a mezofilních bakterií.
 4.Stanovíme koliformní bakterie filtrací nebo vyočkováním 0,1 ml neředěné vody
na misku s Endo-agarem.
 5.Kultivujeme, jak je uvedeno výše.
Hodnocení:
Počty mezofilních a psychrofilních bakterií přepočteme na 1 ml, koliformní bakterie
nebo enterokoky vyjadřujeme jako počet ve sledovaném objemu. Stanovené počty
srovnáme s normou a zhodnotíme, zda voda vyhovuje požadavkům kladeným na
vodu pitnou.
ČSN 830521: Voda pro hromadné zásobování (více než 100 osob) nesmí
obsahovat více než:
200 psychrofilních
20 mezofilních bakterií v 1 ml
a 0 koliformních bakterií nebo enterokoků ve 100 ml.
Voda pro individuální zásobování (méně než 100 osob) nesmí obsahovat více než:
500 psychrofilních
100 mezofilních bakterií v 1 ml
a 0 koliformních bakterií nebo enterokoků v 10 ml.
33
Obr . 5 Mikrobiologický rozbor vody
34
10. ZÁKLADY IDENTIFIKACE BAKTERIÍ
Úkolem identifikace bakteriální kultury je stanovení příslušnosti studovaného kmene
k určité taxonomické skupině. Základní taxonomickou jednotkou je druh, přehled popsaných
druhů a jejich vlastností, klíče a tabulky k určování jednotlivých rodů udává Bergey,
s Manual
of Systematic Bacteriology, mezinárodní publikace vycházející ve stále doplňovaných a
rozšiřovaných vydáních. Identifikace je možná jen tehdy, pokud pracujeme s čistou kulturou
(ověření Gramovým barvením nebo křížovým roztěrem). Při identifikaci sledujeme několik
skupin vlastností:
1.Morfologické vlastnosti, makroskopické i mikroskopické, tvar a zbarvení kolonií,
charakter růstu, různá identifikační barvení (např. Gramovo nebo acidorezistentní barvení),
tvorbu spor, přítomnost pouzdra, bičíků atd.
2.Fyziologické vlastnosti - vztah ke kyslíku, teplotní rozmezí pro růst, rezistence k teplotě,
tolerance k NaCl, citlivost ke žlučovým solím, na antibiotika, typ metabolismu (fermentativní,
aerobně nebo anaerobně respirační).
3.Biochemické vlastnosti - využívání zdrojů uhlíku, redukce nitrátů, tvorba indolu, acetoinu
atd.
4.Doplňující testy - elektronová mikroskopie, stanovení obsahu G+C v DNA, sérotytizace,
fagotypizace, chemická analýza buněčné stěny, PCR, ribotypizace, důkaz produkce toxinu,
důkaz patogenity.
Výběr vhodných testů závisí na charakteristických znacích sledované skupiny.
Zařazení sledovaného kmene do určité skupiny, na základě morfologických a fyziologických
vlastností, je vždy prvním krokem. Na jeho základě potom navrhujeme další testy - série
biochemických testů a testy doplňující (sérotypizace, důkaz produkce toxinu nebo patogenity
u materiálu izolovaného z infekčních procesů, molekulárně-biologické metody při popisu
nového druhu, chemická analýza buněčné stěny u koryneformních bakterií apod.). Získané
údaje jsou zpracovávány podle klíčů a tabulek, často za pomoci počítače. Protože
identifikace je značně náročná, podaří se jen málo typických vzorků zařadit až do druhu
přímo v provozních laboratořích.
10.1. Biochemické identifikační testy bakterií
Jako identifikační biochemické znaky slouží ty vlastnosti, které jsou snadno zjistitelné
a poměrně stálé, tzn. že výskyt mutantů, které ztratily tuto vlastnost, je poměrně vzácný.
Přesto se však tyto mutanty vyskytují a jejich procento stoupá v souvislosti se vzrůstajícím
znečištěním životního prostředí. Proto se dnes přechází od identifikačních klíčů, které
uváděly pouze pozitivní či negativní reakce, k tabulkám, v nichž je uvedeno procento kmenů
daného druhu, u nichž je test pozitivní, eventuelně zda výsledek kolísá i u buněk určitého
kmene. Příklady rychlých biochemických testů (vyhodnotitelných v průběhu cvičení):
35
1. Důkaz produkce katalázy
Při některých biochemických procesech vzniká toxický peroxid vodíku. Některé
bakterie mají schopnost produkovat enzym katalázu, který rozkládá H2O2 na vodu a
molekulární vodík.
Činidlo: 3% peroxid vodíku
Postup:
 Na podložní sklíčko kápneme 3% peroxid vodíku a do kapky kličkou rozetřeme
testovanou 24 hodinovou kulturu z agarové plotny. Je možno také peroxidem
převrstvit nárůst přímo na misce nebo roztok přidat ke kultuře narostlé v tekutém
mediu.
Hodnocení:
Pozitivní reakce se projeví uvolňováním bublinek O2 bezprostředně po přidání
kultury (ev. peroxidu).
+ : Pseudomonas sp., E.coli, Micrococcus sp.
- : Streptococcus lactis, Lactobacillus sp.
2. Důkaz produkce oxidázy
Test se používá k diferenciaci druhů rodu Pseudomonas, Alcaligenes,
Flavobacterium.
Činidla: I. 1% vodný roztok dimetyl-p-fenylendiaminoxalátu + 1% kyseliny askorbové
II. 1% alkoholický roztok -naftolu
Před použitím smícháme 2 díly I a 3 díly II. Roztoky uchováváme v tmavých
lahvích při 4°C nejdéle 14 dnů.
Postup:
 Do směsi roztoků namočíme filtrační papír, usušíme, rozstříháme a uchováváme
při 4°C ve tmě a suchu.
 Na tyto papírky pak kličkou nanášíme 24 hodinovou kulturu.
 Médium, z něhož kulturu odebíráme, nesmí obsahovat glukózu nebo nitráty.
Hodnocení:
Reakce: Zbarvení:
pozitivní do 30s intenzivně modré
opožděně pozitivní do 2 min intenzivně modré
negativní beze změny nebo reakce po 2 min
+ : Pseudomonas aeruginosa, Ps. putida, Ps. fluorescens
- : E.coli, Agrobacterium spp.
36
3. Důkaz produkce fosfatázy
Slouží k diferenciaci např. stafylokoků, pseudomonád. Fenolftaleindifosfát je štěpen
za vzniku volného fenolftaleinu, který se v alkalickém prostředí barví růžově.
Médium: Fenolftaleindifosfát............0,01g
Tris ústoj............................100ml
uchováváme v tmavé lahvi při 4°C nejdéle 3 týdny.
Činidlo: 1M roztok NaOH
Postup:
 Médium, které nemusí být sterilní, pipetujeme po 0,3ml do zkumavek a těsně
před inokulací předehřejeme 15min při 37°C.
 Očkujeme masivně kličkou 24 hodinové kultury a inkubujeme 4 hodiny při 37°C.
Hodnocení:
Do každé zkumavky kápneme 1 kapku 1M NaOH a ihned odečítáme výsledky.
Reakce: Zbarvení:
pozitivní tmavě růžové až červené
negativní bezbarvé až lehce narůžovělé
+ : Pseudomonas cepacia, Flavobacterium spp.
- : Pseudomonas putida, Alcaligenes faecalis
4. Důkaz deaminace fenylalaninu
Provádí se jako mikrotest, médium není třeba sterilizovat.
Médium: 0,1% roztok L-fenylalaninu nebo 0,2% roztok DL-fenylalaninu
Činidlo: FeCl3............................10,0g
destilovaná voda...........100ml
Postup:
 Médium se napipetuje po 0,5ml do zkumavek a očkuje masivně kličkou 24
hodinové kultury.
 Inkubuje se při pokojové teplotě 4 hodiny v téměř vodorovné poloze, aby byl
umožněn přístup kyslíku.
Hodnocení:
Přidají se 2-3 kapky činidla a ihned se hodnotí.
Reakce Zbarvení
pozitivní olivově zelené (mizí během několika minut)
negativní špinavě žluté
+ : Proteus vulgaris, Morganella morganii
- : Pseudomonas putida, Ps. fluorescens, E.coli
37
5. Důkaz produkce ureázy
Ureáza je enzym rozkládající močovinu za vzniku čpavku a oxidu uhličitého. Reakce
je detekována změnou barvy indikátoru. Reakci je možno provádět jako mikrotest bez
sterilizace média.
Médium: Fosfátový ústoj (0,1mol/l, pH=6,0)...........100ml
Močovina...................................................2,0g
Fenolová červeň (0,2% vodný roztok).......2,0ml
Postup:
 Médium pipetujeme po 0,3 ml do zkumavek a očkujeme masivně kličkou 18-24
hodinové kultury.
 Inkubujeme 2 hodiny při 37°C.
Hodnocení:
Hodnotíme změnu barvy média:
Reakce: Zbarvení
pozitivní červená
negativní beze změny (žlutá až oranžová)
+ : Proteus vulgaris, Morganella morganii, Agrobacterium spp.
- : E.coli, Alcaligenes faecalis
Některé další biochemické testy:
1. Tvorba sirovodíku
Některé enterobakterie tvoří sirovodík redukcí kyslíkatých sirných sloučenin. Pozitivní
reakce se projeví zčernáním média (vzniká sulfid olovnatý).
2. Hydrolýza eskulinu
Test sleduje štěpení eskulinu na eskuletin a glukózu. Hydrolýza se projeví hnědým až
černým zbarvením média v důsledku reakce eskuletinu s ionty železa.
3. Dekarboxylace lyzinu
Při reakci dochází k odštěpení CO2 z karboxylové skupiny aminokyseliny za vzniku
aminu. Reakce je provázena alkalizací média a z ní plynoucím fialovým zbarvením média
(indikátor bromkrezolpurpur).
4. Tvorba indolu
Indol vzniká při metabolické činnosti některých bakterií dekarboxylací peptidů. K jeho
detekci se používá p-dimetylaminobenzaldehyd, s nímž dává indol červené zbarvení.
5. Dekarboxylace ornitinu
Viz test č.3, dekarboxylace lyzinu.
6. Důkaz využívání citrátů - Simmons citrátový test
Sledujeme využívání citrátu jako jediného zdroje uhlíku. Pozitivní reakce se projeví
změnou zeleného zbarvení na modré (indikátor bromtymolová modř).
38
7. Rozklad močoviny
Provádíme důkaz produkce ureázy - viz výše.
8. ONP test - důkaz produkce ß-galaktozidázy
K provedení testu je používán bezbarvý o-nitrofenyl-ß-D-galaktopyranozid, který je v
pozitivním případě (kmen má enzymy schopné štěpit laktózu) hydrolyzován na žlutý o-
nitrofenol.
9. Voges-Proskauerův test
Sledujeme tvorbu acetoinu jako meziproduktu rozkladu glukózy . Průkaz se provádí
pomocí  -naftolu a KOH. Pozitivní reakce se projeví jako zčervenání asi po 30 minutách.
10. Rozklad inositu
Je sledován rozklad provázený tvorbou kyselin, reakce je detekována zežloutnutím
indikátoru v kyselém prostředí.
11. Produkce fenylalanindeaminázy
Viz výše - důkaz deaminace fenylalaninu.
12 .Vznik kyseliny z manitolu, adonitu, celobiózy, rhamnózy, sacharózy, sorbitolu,
trehalózy, dulcitolu
Sledujeme rozklad cukrů za tvorby kyselin, pozitivní reakce se projeví žlutým
zbarvením acidobazického indikátoru (bromtymolová modř).
10.2. Využití standardizovaných testovacích systémů
Aby se urychlilo zpracovávání velkého množství identifikovaného materiálu a
zároveň odstranily nesrovnalosti v určování, způsobené individuálními rozdíly v přípravě
médií, provedení i hodnocení testů, jsou vyráběny standardizované diagnostické soupravy.
Jedná se o reprezentativní soubory biochemických testů, které mají tyto společné vlastnosti:
1.Používají mikrometody, tím šetří materiál i energii.
2.V jedné diagnostické soupravě je 10 až 20 testů.
3.Testy jsou jednoduché a snadno se provádějí.
4.K urychlení interpretace výsledků slouží diagnostické tabulky.
5.Dodávající firmy zaručují možnost telefonické konzultace ve sporných
případech.
6.Mají dostatečně dlouhou skladovací dobu.
V současné době je již zavedena řada těchto testovacích systémů, ve světě je jedním
z nejrozšířenějších API systém, u nás jsou nejčastěji používány mikrotesty, které vyrábí
Lachema Brno v těsné spolupráci s Českou sbírkou mikroorganismů (CCM). Soupravy
biochemických testů Lachema Mikro-LA-Test obsahují vysušená média v plastikových
destičkách s jamkami, do kterých se kape suspenze testovaných bakterií. Nejrozšířenější
jsou soupravy pro identifikaci gramnegativních fermentujících tyček - zástupců čeledi
Enterobacteriaceae - ENTEROtest a ENTERO Rapid, další dodávané soupravy jsou:
ANAEROtest pro identifikaci anaerobů, STAPHYtest pro stafylokoky a mikrokoky,
STREPTOtest pro rozlišení streptokoků a enterokoků, NEFERMtest pro identifikaci
gramnegativních nefermentujících tyček. K vyhodnocování výsledků testů je možno kromě
diferenciačních tabulek a Indexu použít také program TNW - mikrobiologický identifikační
systém (Pavel Benda, CCM).
39
10.2.1. Identifikace gramnegativních fermentujících tyček pomocí
ENTEROtestu
ENTEROtestu se využívá k identifikaci kmenů čeledi Enterobacteriaceae izolovaných
na Endově či Levinově agaru, ať už z klinického materiálu nebo z vody, potravin atd.
Potvrzení příslušnosti ke střevním bakteriím se provádí testem na fermentaci glukózy, pro
odlišení kmenů čeledi Vibrionaceae (rody Vibrio, Aeromonas, Plesiomonas) se provádí
oxidázový test.
Destička ENTEROtest umožňuje provedení 16 testů, které jsou řazeny po 8 vždy ve
dvou po sobě následujících řádcích (na výšku): produkce sirovodíku (H2S), dekarboxylace
lysinu (LYS), produkce indolu (IND), dekarboxylace ornithinu (ORN), rozklad močoviny
(URE), deaminace fenylalaninu (PHE), hydrolýza eskulinu (ESC), utilizace citrátu (SCI),
utilizace malonátu (MAL), produkce kyseliny z inositolu (INO), adonitu (ADO), celobiózy
(CEL), sacharózy (SUC), sorbitolu (SOR), trehalózy (TRE), mannitolu (MAN). Na jedné
destičce je možno zpracovávat 6 kmenů.
Organismy:
G- fermentující tyčky s negativním oxidázovým testem (z rozboru vody, ev. jiné čisté
kultury získané křížovým roztěrem) na agarové plotně.
Pomůcky:
ENTEROtest , souprava činidel pro ENTEROtest, oxidázové papírky, sterilní
zkumavky a špičky, ster. fyziologický roztok, bakteriol. klička, mikropipeta
100l.
Postup:
1.Příprava inokula:
 Z 24 hodinové kultury na běžné tuhé půdě odpíchneme kličkou dobře izolovanou
kolonii a suspendujeme ve 2,2 ml sterilního fyziologického roztoku. Suspenze
musí být homogenní a odpovídat 1.stupni McFarlandovy zákalové stupnice .
 Pro kontrolu čistoty kultury provedeme stejnou kličkou křížový roztěr na agarové
půdě.
2.Příprava destičky:
 Destičku orientujeme na výšku a odřízneme ze 3 stran krycí fólii. Sejmeme krycí
fólii i ochrannou fólii překrývající jamky. Destička se označí čísly identifikovaných
kmenů, pokud se identifikuje méně než 6 kmenů, nepoužité proužky se od
zbývající části destičky oddělí a uchovají k dalšímu použití.
3.Inokulace:
 Do každé jamky pipetujeme 0,1 ml důkladně protřepané suspenze. Suspenze se
nesmí dostat mimo jamku ani do jamky v jiném řádku.
 Po zaočkování převrstvíme dvěma kapkami sterilního parafinového oleje tyto
testy: sirovodík (H), lysin (G), indol (F), ornitin (E), ureáza (D). Tím zajistíme pro
tyto reakce anaerobní podmínky.
40
4.Inkubace:
 Destičku překryjeme krycí fólií a vsuneme do PE sáčku, okraj sáčku zahneme
pod destičku, abychom zabránili vysychání.
 Inkubujeme 18 - 24 hodin při 35 - 37°C.
Hodnocení:
 Zakapeme jamky: F (činidlo pro indol), a 12 (činidlo pro fenylalanin).
 Odečteme všechny reakce ENTEROtestu, fenylalanin do 3 minut, protože po
této době pozitivní reakce mizí. Orientujeme se podle interpretační tabulky
přiložené k soupravě (eventuelně podle Barevné srovnávací stupnice).
 Jako kontrola kvality použitých chemikálií a kontrola interpretace barevných
reakcí se používají tzv.kontrolní kmeny bakterií, které dávají standardní výsledky.
Tyto kontrolní kmeny dodává CCM v lyofilizovaném stavu nebo na želatinových
discích.
Výsledky zapište do protokolu.
Identifikace:
1.pomocí diferenciační tabulky
2.pomocí programu TNW - vytvoříme si vlastní soubor prováděných testů,
nastavíme programové parametry a zadáváme výsledky jedním ze 3 možných
způsobů: přímým vkládáním (+,-, ,)
jednoduchým kódem (1,2,0)
oktalovým kódem (sestavíme dle "Příručky TNW")
Výsledky identifikace podrobíme kritice, v případě, že dostaneme nízké
identifikační skóre (<90%), využijeme utility rozlišující testy, v případě
nízkého T-indexu (<0,75) utility nestandartní výsledky. Konečné rozhodnutí
o identifikaci nám mohou usnadnit i doplňující informace o taxonech.
V protokolu budou uvedeny výsledky identifikace a její zhodnocení (kmen
typický - netypický - které reakce, výborně odlišen - neodlišen...).
Nejčastější příčiny neúspěšné identifikace:
- kontaminace
- jiná hustota nebo objem suspenze
- kápnutí inokula do sousední řady nebo činidla do jiného sloupce
- jedná se o druh nebo atypický kmen, jehož údaje nejsou uvedeny
v tabulce.
41
11. ZÁKLADY IDENTIFIKACE KVASINEK
Při identifikaci neznámých kultur je třeba využít celou škálu testů, která postihuje
1. charakteristiku morfologickou - tvar buněk, způsob vegetativního rozmnožování,
schopnost tvořit pseudomycelium nebo pravé mycelium a výskyt specializovaných buněk,
jako jsou balistospory, arthrospory, chlamydospory, atd.
2. charakteristiku kultivační - vzhled kultury v tekuté půdě ( sediment, zákal, prstenec, křís
), vzhled kultury na pevné půdě, tvorba pigmentů, tvorba pouzdrového polysacharidu
3. charakteristiku sexuální - schopnost sporulace, tvar vřecek a askospor,tvar promycelia,
teliospor a sporidií, typ spájení
4. charakteristiku fyziologickou - schopnost fermentace cukrů, asimilace nitrátů a inositolu
Při určování druhu je třeba rozšířit fyziologickou charakteristiku o sledování schopnosti
utilizovat a fermentovat celou řadu uhlíkatých látek, schopnost růstu v mediu bez vitamínů,
tvorby kyselin, růst při různých teplotách, rezistenci k cykloheximidu a případné další
vlastnosti.
Získané charakteristky porovnáváme s klíčem pro určování kvasinek.
11.1. Tvorba a charakter pseudomycelia
Organismy:
třídenní kultury kvasinek ve sladinovém agaru
Pomůcky:
fyziologický roztok (R1), cibulový agar (M18), vlhká komůrka, očkovací klička,
podložní skla, Petriho misky, pipety, centrifugační zkumavky
Postup:
 Na podložní sklo umístěné v Petriho misce naneseme vrstvu cibulového agaru a
necháme ztuhnout
 Kultury zcentrifugujeme, sediment resuspendujeme ve fyziologickém roztoku a
naředíme ( 2x opakovaně přeneseme kapku kultury do 5 ml fyziologického
roztoku)
 Kličkou nanášíme kapky ředěné suspenze na povrch agaru. Podložní skla
umístíme ve vlhké komůrce v termostatu, kultivujeme při 280
C.
Hodnocení:
Tvorbu a charakter pseudomycelia pozorujeme pod mikroskopem na okraji kolonií
vyrostlých na agaru. Pseudomycelium zakreslíme a určíme jeho typ ( rudimentální,
větvené, diferencované)
42
11.2. Kultivační charakteristika na pevné a tekuté půdě
Organismy:
Kultury neznámých kvasinek na šikmém agaru
Pomůcky:
Zkumavky s 5 ml YEPG media (M19), fyziologický roztok (R1), sladinový agar (M3),
agar pro důkaz tvorby pouzdrového polysacharidu (M20), očkovací klička, pipety
Postup:
 Tekuté YEPG medium slabě zaočkujeme kulturami neznámých kvasinek
 Kapku ředěné kultury očkujeme do středu agarové plotny se sladinovým agarem
 Ze šikmého agaru zaočkujeme agarové plotny pro důkaz tvorby pouzdrového
polysacharidu
 Kultivujeme v termostatu při 280
C
Hodnocení:
1. Hodnotíme růst kultury v tekutém mediu
2. Sledujeme tvorbu pigmentu, vzhled povrchu kolonií (hladký, drsný, sliznatý),
povrch kolonie (hladký, drsný, radiálně nebo zonálně rýhovaný), průřez kolonie
(plochá, vyvýšená, kulovitá, uprostřed vyvýšená nebo prohloubená), tvar okraje
(ucelený, vlnitý, kořínkovitý, cípatý, pilovitý)
3. Povrch nátěru na misce s půdou pro důkaz pouzdrového polysacharidu přelijeme
Lugolovým roztokem. Přítomnost polysacharidu se projeví zmodráním nátěru.
11.3. Sporulace
Organismy:
Třídenní kultura neznámé kvasinky
Pomůcky:
Askosporové medium, Ringerův roztok(R18), centrifugační zkumavky, pipety
Postup:
 Kultury centrifugujeme, sediment resuspendujeme v Ringerově roztoku, znovu
centrifugujeme.
 Sediment znovu resuspendujeme a asi 1 ml suspenze naneseme na povrch
askosporového media. Kultivujeme při laboratorní teplotě 2 - 10 dnů.
Hodnocení:
Připravíme nativní preparát z kultury rostoucí na askosporovém mediu,
mikroskopicky hodnotíme tvar vřecek a spór. Zakreslíme do protokolu.
11.4. Asimilace různých zdrojů uhlíku
Asimilace cukrů, tj. schopnost využívat za aerobních podmínek cukry jako zdroj
energie a materiál pro syntézu buněčné hmoty se prokazuje auxanografickou metodou
43
nebo v tekuté půdě. Asimilační testy v tekuté půdě dávají přesnější výsledky než testy na
agarové plotně, neboť zachycují i velmi pomalé využívání substrátu.
Testy se provádějí s glukózou, sacharózou, galaktózou, maltózou a laktózou.
Mimo to je pro diagnostické účely sledována schopnost asimilace etanolu, organických
kyselin, jednotlivých pentóz apod.
Organismy:
Šikmé agary s kulturou neznámé kvasinky
Pomůcky:
Půda pro testování asimilace uhlíku (M21) ve zkumavkách po 5 ml, 20% sterilní
roztoky testovaných cukrů, pipety
Postup:
 Do syntetického media sterilně přidáme testované látky tak, aby výsledná
koncentrace byla 1 - 2%
 Jako kontrolu použijeme medium bez zdroje uhlíku
 Kličkou slabě zaočkujeme všechny typy medií
 Zkumavky kultivujeme při 280
C po dobu jednoho týdne
Hodnocení:
Zjistíme, ve kterých typech medií se kultury pomnožují, srovnáme s kontrolou
11.5. Asimilace nitrátů
Schopnost využívat nitrátový dusík je dalším důležitým znakem při identifikaci
kvasinek. Postupujeme obdobně jako v předcházejícím testu.
Zdrojem C je roztok glukózy, (NH4)2SO4 je nahrazen 1% roztokem KNO3, jako
pozitivní kontrola slouží (NH4)2SO4
11.6. Růst na půdě bez vitamínů
Většina kvasinek vyžaduje pro svůj růst vitamíny. Nejčastěji se jedná o vitamíny
skupiny B. Abychom vyloučili zkreslení výsledků, které může způsobit poměrně
velká zásoba vitamínů uvnitř živých buněk, provádíme test v několika pasážích po
sobě v tekutém mediu bez vitamínů.
Organismy:
48 hodinová kultura testovaného kmene na šikmém agaru (M22)
Pomůcky:
Minerální půda bez vitamínů (M22) po 7 ml ve zkumavkách
Postup:
 Zkumavky zaočkujeme kulturou, inkubujeme 2 - 7 dnů při 28
0
C
 Z takto získané kultury zaočkujeme další zkumavku a kultivujeme stejným
způsobem. Při pozitivní reakci postup opakujeme ještě jednou.
Hodnocení:
Pozorujeme -li dobrý růst , nevyžaduje kmen přítomnost vitamínů
44
11.7. Kvašení cukrů a cukerných alkoholů
Kvasinky zkvašují některé jednoduché cukry za vzniku etanolu a oxidu uhličitého,
vedle toho vzniká malé množství glycerolu a sukcinátu. Ke zkvasitelným cukrům
patří především cukry se základní hexózovou jednotkou, přímo zkvasitelné jsou
pouze monosacharidy. Disacharidy a trisacharidy zkvašují pouze kvasinky
vybavené příslušnými hydrolytickými enzymy.
Organismy:
Šikmé agary s kulturou neznámé kvasinky
Pomůcky:
Zkumavky s 9 ml media (M23) s Durmanovou plynovkou, sterilní 10% roztoky
testovaných cukrů - glukóza, maltóza, fruktóza, laktóza, sacharóza
Postup:
 K testovacímu mediu přidáme roztok cukrů tak, aby výsledná koncentrace byla
1%
 Roztoky inokulujeme masivní kličkou testované kultury
 Inkubujeme při 250
C 5 dnů
Hodnocení:
Hodnotíme vývoj plynu - objeví se v plynovce, a tvorbu kyselin - projeví se žlutým
zbarvením.
12. ZÁKLADY IDENTIFIKACE MIKROSKOPICKÝCH HUB
45
Pod pojmem mikroskopické houby nebo plísně rozumíme organismy, které vytvářejí
jemné vláknité povlaky na nejrůznějších substrátech. Botanicky zahrnují tři velké skupiny
organismů - mukorovité houby, houby vláknité a sterilní mycelia. V přírodě i ve všech
oblastech životního prostředí člověka se vyskytují společně a tvoří běžné biocenózy. Díky
značné adaptabilitě, pokud jde o živiny, klimatické podmínky, ale i schopnost rozšiřování,
osidlují stále nové substráty a pronikají tak do všech oblastí lidského prostředí.
V půdě se mikroskopické houby účastní tvorby humusu, mineralizačních pochodů,
mnohé z nich žijí v užší nebo volnější spojitosti s kořeny vyšších rostlin. V půdě se však
uchovávají i parazitické nebo patogenní organismy, přežívající ve formě trvalých spór nebo
saprofytické fázi svého životního cyklu. Řada druhů saprofytických nebo poloparazitických
hub může způsobovat nejen mykózy a intoxikace, ale velmi často i alergická onemocnění.
Mikroskopické houby jsou však také člověkem využívány při výrobě chleba, mléčných
výrobků, alkoholických nápojů, k syntéze organických kyselin, vitamínů, růstových látek,
antibiotik, jako významný činitel v čistírnách odpadních vod atd.
Rozkladná činnost mikroskopických hub i stále nově objevované metabolické
produkty zasahují do nejrůznějších výzkumných i výrobních odvětví. Proto je druhové určení
a poznání životního cyklu počátkem pro další výzkum a využití těchto organismů.
Pro diagnostiku mikroskopických hub jsou stále velmi významné morfologické znaky,
biochemické a fyziologické charakteristiky zde nacházejí pouze malé uplatnění.
12.1. Makroskopické morfologické znaky
Pro posouzení celkového vzhledu kultury a určení růstových vlastností kultivujeme
izoláty na Petriho miskách s Czapek-Doxovým agarem (M22) nebo sladinovým agarem
(M3).
Zachováváme standardní kultivační podmínky, které pro jednotlivé taxony předepisují
identifikační klíče. Při očkování se řídíme obdobnými zásadami jako při očkování bakterií:
 Nádobky otevíráme na co nejkratší dobu, před přenesením inokula i po něm
ožíháváme hrdla nádob i zátky.
 Při otevírání Petriho misek nadzdvihneme víčko jen nepatrně, abychom zabránili
infikování kultury a aby se současně nerozšiřovaly spóry z misek do okolí.
 K přeočkovávání mycelia z misky do misky používáme nejčastěji preparační
jehlu, při přeočkovávání do zkumavek Koleho držák s háčkovitě zahnutým
tuhým drátem. Suspenzi očkujeme pipetou nebo bakteriologickou kličkou.
 Pro přeočkovávání silně sporulujících a invazivních kultur připravujeme suspenzi
do fyziologického roztoku se smáčedlem nebo do 0,3 % agaru.
 Pro posouzení charakteru kolonií a mycelia očkujeme zpravidla kapku suspenze
do tří bodů agarové plotny, kultivujeme v miskách obrácených dnem vzhůru.
 Čerstvě naočkované kultury kultivujeme v termostatu při 250
C, po několika dnech
je vhodné umístit kultury na světle, při pokojové teplotě. U některých druhů
podporuje světlo sporulaci a tvorbu pigmentu.
46
 Staré kultury sterilizujeme autoklávováním, potom teprve likvidujeme.
Hodnocení:
Izoláty vytvářejí na živné půdě vícesporické kolonie, které splývají v porost. Kolonie
je tvořena myceliem povrchovým a substrátovým, zastoupení obou forem se může
na různých substrátech měnit.
Z vizuálních znaků hodnotíme především:
 výšku a hustotu vzdušného mycelia
 texturu kolonií
 pigmentaci vrchní a spodní strany kolonie, vylučování pigmentu do prostředí
 výšku a zbarvení sporangioforů a konidioforů
 rychlost růstu kolonie (vyjadřuje se jako průměr kolonie v mm za časovou
jednotku)
 přítomnost exudátu a jeho zbarvení
12.2. Mikroskopické morfologické znaky
Pro mikroskopické studium připravujeme nativní nebo polotrvalé preparáty, pro
pozorování morfologických struktur u organismů s křehkými a lehce se rozpadajícími
fruktifikačními orgány připravujeme sklíčkové kultury. Pro krátkodobá pozorování použijeme
jako uzavírací médium vodu. Pro dlouhodobější sledování používáme pomalu vysychající
kapaliny, např. 10 - 20 % glycerol, kyselinu mléčnou nebo laktofenol. Laktofenol zabrání
změnám velikosti buněk, jeho nevýhodou je však index lomu velmi blízký indexu lomu
cytoplazmy. Vnitřní struktura hyf je bez dobarvení velmi těžko rozlišitelná. Proto je lépe
použít laktofenol s přídavkem bavlníkové modři nebo fuchsinu.
47
12.2.1. Sklíčková kultura
Organismy:
čisté kultury mikroskopických hub např. Penicillium, Aspergillus, Phoma, Fusarium,
Alternaria, Ulocladium, Cladosporium, Paecilomyces ...
Pomůcky:
Sterilní podložní skla v Petriho miskách, sladinový agar (M3), pinzeta, preparační
jehla, pipety, sterilní voda se smáčedlem, zkumavky
Postup:
 Na sterilní podložní sklo kápneme agarovou půdu, sklo přidržíme v pinzetě nad
kahanem a kapku rovnoměrně rozlijeme po povrchu
 Připravíme suspenzi spór z čisté kultury
 Na ztuhlou agarovou vrstvu naočkujeme kapku suspenze spor
 Sklíčko umístíme do misky na zahnutou skleněnou trubičku, na dno misky
nalijeme sterilní vodu. Misky umístíme do termostatu
 Růst kultury průběžně kontrolujeme
 Po několika dnech překryjeme mikrokulturu krycím sklem a pozorujeme
Poznámka:
Podobně lze vypěstovat mikrokulturu na krycím skle, které po vytvoření mycelia a
rozmnožovacích orgánů houby klademe na podložní sklo s kapkou laktofenolu.
12.2.2. Příprava preparátu
Organismy:
čisté kultury mikroskopických hub např. Penicillium, Aspergillus, Phoma, Fusarium,
Alternaria, Ulocladium, Cladosporium, Paecilomyces ...
Pomůcky:
Odmaštěná podložní a krycí skla, preparační jehly, roztok laktofenolu a glycerolu
Postup:
 Sterilní preparační jehlou asepticky odebereme část mycelia a přeneseme do
kapky uzavíracího média na podložním skle. Nejde-li odebrat pouze mycelium,
odebíráme kulturu i s částí agaru, který potom na sklíčku odpreparujeme. U
silně sporulujících kultur odebíráme mycelium na rozhraní mezi zbarvenou částí
kolonie a bílým okrajem, abychom se vyhnuli velkému množství spór v
preparátu.
 Pomocí jehly rozprostřeme preparát na co největší plochu a překryjeme krycím
sklem. Přebytečnou kapalinu odsajeme. Mycelium neroztíráme ani
neroztlačujeme, dojde k porušení fruktifikačních orgánů.
48
 Pozorujeme nejdříve při malém zvětšení, jednotlivé struktury proměřujeme při
zvětšení 45x, nebo za použití imerze. Zakreslíme a podrobně popíšeme všechny
pozorované útvary.
Poznámka:
1. Některé kultury jsou velmi těžko smáčitelné a je obtížné připravit z nich preparát
bez vzduchových bublin. V takovém případě je vhodné připravit preparát do 70%
etanolu a po zakrytí krycím sklem alkohol nahradit jiným mediem.
2. Ve starších kulturách dochází k tvorbě exudátu, tvořeného látkami tukové
povahy, které se v preparátu jeví jako kuličky, silně lámající světlo a mohou být
mylně pokládány za konidie.
Hodnocení:
V preparátech a sklíčkových kulturách hodnotíme:
1. Typ mycelia ( přehrádkované, nepřehrádkované, způsob větvení, tloušťka a
barva hyf, přítomnost a umístění chlamydospor)
2. Charakter fruktifikačních orgánů ( konidiofor, sporangiofor, jeho délka, tloušťka,
větvení, zakončení)
3. Přítomnost vegetativních fruktifikačních struktur (sporangium, kolumela,
sporangiospory, sterigmata - primární, sekundární, konidie)
4. Přítomnost a charakter pohlavních fruktifikačních struktur ( askus, askospory,
zygospory)
5. Přítomnost zvláštních útvarů (chlamydospor, sklerocií, koremií, sporodochií,
pyknid, stolonů, rhizoidů)
6. Determinaci rodu provedeme srovnáním námi pozorovaných znaků s určovacím
klíčem.
49
50
13. TESTOVÁNÍ BIOLOGICKY AKTIVNÍCH LÁTEK
13.1. Vliv barviv na růst mikroorganismů.
V mikrobiologické technice se využívá celá řada barviv - jednak k barvení buněčných
struktur, jednak jako selektivní součást některých médií. Podstatou těchto metod je toxicita
barviv pro některé skupiny bakterií. Např. krystalová violeť v Gassnerově půdě, metylenová
modř v Levinově půdě, bazický fuchsin v Endově půdě eliminují růst gram-positivních
bakterií. Podobně lze využít některých barviv pro selekci mikromycet (bengálská červeň,
krystalová violeť...)
Testování účinnosti barviv se provádí tzv. difusní jamkovou metodu na médiích
optimálních pro růst testovacích organismů. Testovaná látka difunduje do ztuženého
agarového média (tzv. radiální difuse), které je zaočkováno testovacím organismem.
Vykazuje-li testovaná látka baktericidní nebo bakteriostatický (fungicidní, či fungistatický)
účinek, vytváří se na agarové plotně inhibiční zóna.
Difusních metod se v praxi využívá ke stanovení citlivosti mikroorganismů
vůči použitým léčivům, rychlému a přesnému stanovení koncentrace antibiotik a vitamínů.
Organismy:
Pseudomonas putida, Micrococcus varians, Escherichia coli, Bacillus cereus
Staphylococcus aureus
Aspergillus niger, Cladosporium sphaerospermum, Geotrichum candidum,
Ulocladium consortiale, Alternaria alternata, Aspergillus versicolor, Penicillium
chrysogenum
Pomůcky:
Petriho misky, automatické pipety, sterilní korkovrt, skalpel, hokejky, zkumavky,
očkovací kličky, roztoky testovaných barviv
Média :
Masopeptonový agar ( M2 ), Sladinový agar ( M3), fyziologický roztok ( R1)
Postup :
 Připravíme bakteriologické plotny s mediem optimálním pro kultivaci bakterií a
mikroskopických hub.
 Připravíme suspenzi mikroorganismů ve fyziologickém roztoku ( 106
buněk v
jednom mililitru )
 Na agarové plotny s živným mediem očkujeme po 0,2 ml suspenze
 Rozetřeme sterilní hokejkou a necháme asi 5 minut stát
 Vysekáme jamky
 Pipetujeme po 0,04 ml testovaných barviv do každé jamky
 Inkubujeme při 28°C 72 hodin.
51
Obr. 7
Hodnocení:
Sledujeme velikost inhibičních zón kolem testovacích
jamek. Velikost inhibiční zóny je definována jako průměr
zóny měřený ve dvou na sebe kolmých směrech (obr. 7).
Aritmetický průměr z těcho hodnot zapíšeme do tabulky,
srovnáme citlivost jednotlivých organismů k testovaným
barvivům.
Vyhodnoťte:
1. Organismus nejcitlivější vůči použitým barvivům
2. Organismus nejméně citlivý vůči testovaným barvivům
3. Nejtoxičtější barvivo
4. Barvivo nejméně toxické
barvivo
testovací
organismus
krystalová
violeť
karbolfuchsin kongočerveň malachitová
zeleň
m i k r o m y c e t y
b a k t e r i e
52
13.2. Antibiotické účinky hub
V přirozeném prostředí patří mezi největší producenty antibiotik houby. Extracelulární
produkcí sekundárních metabolitů ovlivňují ostatní mikroorganismy ve svém bezprostředním
okolí. Mezi nejproduktivnější rody patří Penicillium, Aspergillus, Acremonium,
Cephalosporium, Paecilomyces, Scopulariopsis....
Pouze malá část produkčních kmenů se však využívá při průmyslové výrobě
antibiotik, některá antibiotka podukovaná houbami se vyrábějí synteticky (peniciliny,
cefalosporiny).
Prvním organismem popsaným v souvislosti s tvorbou látky, která vykazovala
antibiotické účinky, je Penicillium chrysogenum, podle kterého Fleming v roce 1928
pojmenoval penicilin.
1. Příprava filtrátu s antibiotickými účinky
Organismy:
Produkční kmen Penicillium chrysogenum na šikmém agaru
Média:
Sabouraudovo glukózové médium (M 17), sladinový agar (M 3)
Postup:
 Vysporulovanou kulturu produkčního kmene na šikmém agaru přelijeme 5 ml
živného média, mírně protřepeme a spláchneme do 20 ml kultivačního média v
Erlenmeyerově baňce.
 Kultivujeme při 25o
C deset dnů,
 Kultivační roztok sterilně centrifugujeme a zfiltrujeme, abychom odstranili spóry.
2. Posouzení antibiotického účinku získaného filtrátu
Organismy:
Staphylococcus aureus, Micrococcus varians, Escherichia coli, Bacillus cereus,
Pseudomonas putida, Proteus vulgaris
Média:
MPB (M 2), fyziologický roztok (R 1)
Pomůcky:
Petriho misky, skalpel, očkovací klička, zkumavky
53
Postup:
 Připravíme agarové plotny, agar necháme utuhnout
 Sterilním skalpelem vybereme středem agaru v misce pruh asi 1 cm široký
 2 ml MPB s 3% agaru temperujeme na 45o
C, přidáme 2 ml filtrátu,
promícháme
 Směsí zaplníme volný pruh v misce a necháme utuhnout
 Bakteriální kultury suspendujeme ve fyziologickém roztoku, očkujeme kolmo
na vložený agarový pruh (obr. 8)
 Kultivujeme 48 hodin při 30o
C
Obr. č. 8 Hodnocení antibiotických účinků nižších hub
Hodnocení:
Pozorujeme růst bakteriálních kultur na misce a jeho inhibici. Účinnost filtrátu
hodnotíme podle vzdálenosti nátěru od středního pruhu.
54
13.3. Citlivost mikroorganismů k antibiotikům
Celá řada mikroorganismů produkuje látky zařazované mezi antibiotika. Antibiotika
se vzájemně liší svým původem, chemickou strukturou, spektrem účinnosti i mechanismem
účinku. Pouze malá část ze známých antibiotik se komerčně vyrábí a využívá k
terapeutickým účelům.
Z hlediska aplikace v humánní či veterinární medicíně je důležité stanovit citlivost či
rezistenci patogenního nebo potenciálně patogenního organismu k aplikovanému antibiotiku.
Stanovení citlivosti se nejčastěji provádí kvalitativním difusním testem v agarovém
mediu.
Organismy:
Kultury testovaných mikroorganismů v tekutém mediu nebo na šikmém agaru
Média:
Mueller - Hintonův agar (M 12)
Pomůcky:
Petriho misky, standardní disky s antibiotiky
Postup:
 Na povrch agarové plotny předem předsušené ( 60o
C, 10 - 20 minut ) pipetujeme
po 0,2 ml bujonové kultury, rozetřeme sterilní hokejkou a necháme asi 5 minut
stát. V případě, že použijeme kulturu na pevném mediu, očkujeme kličkou hustý
nátěr po celé ploše misky.
 Na zaočkovanou plotnu sterilně rozložíme testovací disky s antibiotiky
 Inkubujeme 24 -36 hodin při 37o
C.
 Sledujeme velikost zón vytvořených kolem disků
Hodnocení:
Velikost inhibičních zón měříme ve dvou na sebe kolmých směrech, vypočteme
aritmetický průmer a stanovíme citlivost.
zóna není patrná = organismus není citlivý na zkoušenou látku
zóna 5 - 10 mm = citlivý mikroorganismus
zóna nad 12 mm = velmi citlivý organismus
Pozn. Metodu lze použít pouze pro antibiotika, která dobře difundují agarem. U látek
špatně difundujících použijeme zkumavkovou zřeďovací metodu.
Výsledky testů jsou závislé na síle agarové vrstvy, je třeba pečlivě dbát na
rovnoměrné nalití ploten.
55
13. 4. Stanovení koncentrace vitamínů a antibiotik
mikrobiologickými metodami
Chemické látky, které vykazují inhibiční účinek na určité mikroorganismy (např.
antibiotika) nebo stimulují růst jako růstové faktory, je možno stanovovat mikrobiologickými
metodami. Výhodou mikrobiologických metod oproti analýze chemické je jejich vysoká
citlivost (pg na ml) a selektivita - vybereme-li vhodný mikroorganismus citlivý pouze na jednu
účinnou látku v nízké koncentraci. Selektivita umožňuje stanovit účinnou látku přímo v
surovém materiálu, na rozdíl od metod chemických, kdy je nutná předběžná purifikace.
Látky, které jsou nejčastěji stanovovány mikrobiologickými metodami, jsou antibiotika
a vitamíny. Mikrobiologické metody užívané k jejich stanovení se podle charakteru dělí na:
1. zřeďovací - v řadě ředění zkoumané látky stanovujeme minimální koncentraci účinnou
pro daný organismus, v případě antibiotika minimální inhibiční konc. (MIC), v případě
vitamínu minimální stimulační konc. Výsledek se udává jako titr účinné látky (rozmezí
koncentrací), nikoliv přesná hodnota koncentrace.
2. nefelometrické - hodnotíme odpověď testovacího organismu na řadu koncentrací účinné
látky měřením intenzity růstu (zákalu) v tekutém mediu. Pomocí standartní křivky je možno
stanovovat koncentrace v neznámých vzorcích.
3. titrimetrické - jsou předešlým velmi podobné, v tomto případě hodnotíme intenzitu růstu
pomocí fyzikálně-chemických změn prostředí, např. produkce kyseliny - množství zjišťujeme
titrací.
4. difúzní - využívají tuhých médií, ve kterých je naočkovaný citlivý mikroorganismus,
testovaná látka difunduje mediem a způsobuje vznik inhibičních (antibiotika) nebo
stimulačních (vitamíny) zón. Velikost zóny je závislá na koncentraci testované látky. V
případě horizontální difúze je mikroorganismus zaočkován do média na bakteriologických
plotnách a látka difunduje horizontálně do média, odpověď mikroorganismu se projeví
vznikem kruhové zóny, jejíž průměr měříme ve dvou na sebe kolmých směrech. Podle
způsobu nanášení testované látky rozlišujeme metodu: a/ kapkovou, kdy se látka kape na
povrch tuhého média (je nepřesná, využívá se spíše pro kvalitativní stanovení), b/ diskovou,
testovanou látkou jsou v tomto případě nasyceny disky filtračního papíru, které se kladou na
agarové plotny (rozsáhlé využití při rutinním testování citlivosti patogenních mikroorganismů
na antibiotika, komerčně vyráběné disky), c/ komínkovou - do agarové vrstvy se vtlačují
komínky ze skla, porcelánu nebo nerezavějící oceli (ne až na dno a všechny stejně hluboko)
a do nich se pipetují roztoky testovaných látek a konečně d/ jamkovou, u které se testované
látky pipetují do jamek vyhloubených korkovrtem přímo do agarové vrstvy.
Protože citlivost difúzních metod je závislá především na difúzi testované látky v
agarové vrstvě, je nutno při její přípravě dodržet některé podmínky: konstantní hustotu a
vlhkost agaru, stejnou tloušťku agaru (všeobecně se doporučuje 5 mm, ale výhodné je
stanovení na tenkých vrstvách - 3 mm) a přípravu na absolutně rovném povrchu. Při přípravě
vzorků je rovněž nutno přesně dodržovat stanovené podmínky týkající se hlavně extrakce a
pH roztoku.
U všech mikrobiologických metod je nutno zachovávat stejnou dobu a teplotu
kultivace pro danou testovanou látku a určitý testovací mikroorganismus.
56
13.4.1. Stanovení koncentrace kyseliny nikotinové a oxacylinu difúzní
jamkovou metodou
Výhodou difúzní jamkové metody je, že nemusí být dodržovány sterilní podmínky při
práci s testovanou látkou, difúze účinné látky není podstatně ovlivňována ostatními látkami a
metoda je dostatečně rychlá a citlivá. Nevýhodou je pracná příprava jamek a nebezpečí vylití
testované látky při manipulaci s miskami.
Organismy:
Staphylococcus aureus NCTC 8511 (stanovení oxacylinu), Proteus vulgaris OX-19
(stanovení kys. nikotinové)
Pomůcky:
sterilní Petriho misky, pipety, zkumavky, MPA (M 2), KN-médium (M 24), roztok
glukózy a citranu železitého (0,1 g citranu a 200 g glukózy na 1000 ml dest. vody),
standardy a vzorky oxacylinu a kyseliny nikotinové, korkovrty a skalpely, etanol,
vodní lázeň
57
Postup:
 1. Rozvaří se média a vytemperují na 45o
C.
 2. Ke KN-mediu se přidá roztok glukózy a citranu (5ml na 100ml média).
 3. Média se rozpipetují po 15ml do sterilních zkumavek a dále temperují na vodní
lázni.
 4. Do zkumavek se naočkují testovací mikroorganismy - po 0,8ml inokula
P.vulgaris OX-19 do KN-média a po 0,5ml inokula S. aureus NCTC 8511 do
MPA.
 5. Obsah zkumavek se opatrně promíchá a vylije na sterilní misky, krouživým
pohybem se rozlije po povrchu misky a nechá utuhnout na rovné podložce. Před
naléváním je třeba osušit zkumavky, aby na misku nestékala voda z vodní lázně.
 6. Připravíme standardní řadu ředění oxacylinu i kyseliny nikotinové, ředíme v
destilované vodě na koncentrace:
kyselina nikotinová: 10; 5; 2,5; 1,25; 0,625; 0,3125 g.ml-1
oxacylin: 250; 125; 62,5; 31,25; 15,625 g.ml-1
.
 7.Po utuhnutí agaru vyhloubíme korkovrtem a skalpelem na miskách jamky - 4
na každé misce. Korkovrt a skalpel sterilizujeme ožíhnutím po namočení v
etanolu. Vyhloubené kousky agaru odkládáme do Petriho misky - je s nimi nutno
pracovat jako s infekčním materiálem. Korkovrt a skalpel se musí po skončení
práce sterilizovat.
 8.Misky se pečlivě popíšou - vždy na 1 misce 1 standartní koncentrace nebo 1
vzorek. Do každé jamky se kape 0,04ml roztoku, vždy roztok jedné koncentrace
na 1 misku, kyselina nikotinová na misky s KN-médiem naočkovaným P.vulgaris
a oxacylin na misky s MPA (S.aureus). Je třeba pipetovat i přemisťovat misky
opatrně, aby roztoky nepřetékaly přes okraje jamek.
 9.Inkubace trvá 24 hodin, S. aureus (OXA) při 37°C a P.vulgaris (KN) při 30°C.
Hodnocení:
Po 24 hodinách inkubace (nutno dodržet - dostavit se druhý den k odečtení)
odečítáme výsledky - změříme průměry zón (stimulačních u kyseliny nikotinové a
inhibičních u oxacylinu) ve dvou na sebe kolmých směrech. Pro každou zónu
vypočítáme průměrnou hodnotu a ze čtyř zón na misce pak průměrnou hodnotu pro
danou koncentraci. Z hodnot standardních roztoků se sestrojí kalibrační přímka
(závislost průměru zóny v mm na logaritmu koncentrace), jak pro kyselinu
nikotinovou, tak pro oxacylin. Z kalibrační přímky se stanoví koncentrace
neznámých vzorků (v g.ml-1
). V protokolu bude přesně uvedeno označení vzorku a
jeho koncentrace.
58
Obr. č.10: Stanovení koncentrace kyseliny nikotinové a oxacylinu difusní jamkovou
metodou
59
14. PRÁCE S BAKTERIOFÁGEM
Bakteriofágy (nebo jen fágy) jsou viry napadající bakteriální buňky, přičemž každý
bakteriofág má širší nebo užší rozmezí hostitele, některé jsou natolik specifické, že se množí
jen v některých kmenech určitého druhu bakterií. Podle průběhu životního cyklu se fágy dělí
na dvě skupiny, virulentní fágy s lytickým životním cyklem a temperované fágy s lyzogenním
cyklem.
Dále popsané metody se týkají virulentního fága s lytickým průběhem infekce. Jeho
životní cyklus má tyto fáze: 1.adsorpce virionu na povrch citlivé buňky, 2.penetrace nukleové
kyseliny fága do cytoplazmy buňky, 3.replikace fágové DNA, syntéza bílkovin fága a
kompletace nových virových částic (virionů) a 4.uvolnění virionů do vnějšího prostředí
umožněné lyzí buňky. Uvolněné viriony pak mohou infikovat další citlivé buňky. Pokud lytická
infekce probíhá v tekutém mediu, dojde po určité době k vyčeření média s narostlými
buňkami hostitelského kmene a dostaneme tzv. fágový lyzát (kultivační prostředí obsahující
aktivní virové částice, zbytky membrán a vylitý buněčný obsah).
14.1. Stanovení titru fágového lyzátu metodou dvouvrstevného
agaru
Ke stanovení fágových částic se používá nepřímé metody, založené na tvorbě plak.
Plaky jsou projasněné zóny na tuhém mediu souvisle porostlém hostitelským bakteriálním
kmenem. Vznikají v místě, kde se v okamžiku očkování nacházela aktivní fágová částice,
která dala po infekci vznik dalším virionům, ty napadly okolní citlivé buňky a tak v několika po
sobě následujících lytických cyklech dochází k lyzi velkého počtu sousedních hostitelských
buněk a vzniká plaka. Plaka představuje potomstvo vzniklé z 1 fágové částice. Základním
předpokladem metody je, že počet hostitelských buněk musí být mnohonásobně vyšší než
počet fágových částic.
Organismy:
Staphylococcus aureus SA 812, stafylofág 812
Pomůcky:
masopeptonový bujón (MPB-M1), masopeptonový agar (MPA-M2) - 2% a 0,7%,
sterilní tris HCl ústoj (pH 7,2), sterilní 0,22% CaCl2, st. Petriho misky, pipety,
zkumavky, vodní lázeň, termostat.
Postup:
1. Příprava fágového lyzátu:
 2 ml narostlého 24h inokula S.aureus SA 812 naočkujeme do 100 ml čerstvého
MPB v provzdušňovací lahvi a za intenzivního provzdušňování pokračujeme v
kultivaci další 4h při stejné teplotě (30°C). Po 4h asepticky přidáme 10 ml
sterilního 0,22% CaCl2 a 5 ml zásobního lyzátu fága 812 a pokračujeme v
kultivaci. Po 60 minutách přemístíme provzdušňovací láhev do temna a pokojové
teploty. Za 12 - 24h se médium vyčeří. Přesto zůstává určitý počet necitlivých
buněk ve fágovém lyzátu. Proto lyzát sterilizujeme přídavkem chloroformu (5 - 10
kapek na 10 ml lyzátu) - nechá se působit 1 - 2 hodiny. Pak se lyzát stáhne
sterilní pipetou a přenese do sterilní baňky. V takto připraveném lyzátu se při
teplotě 4°C významně nemění počet aktivních fágových částic po dobu 1 - 2
měsíců.
60
2. Příprava hostitelských buněk:
 Ze zásobní kultury S.aureus SA 812 naočkujeme 20 ml sterilního MPB (ve
100ml baňce) a kultivujeme 24 hodin při teplotě 30°C.
3. Stanovení počtu virionů:
 a/ Lyzát fága 812 zředíme ve sterilním tris HCl ústoji postupem stejným jako u
počítání buněk bakterií (vždy sterilně přenášíme 0,1ml lyzátu nebo předchozího
ředění do 0,9 ml ústoje, na každé ředění používáme čistou pipetu).
 b/ Připravíme si sterilní zkumavky, které budou obsahovat 3 ml 0,7% MPA,
rozvařeného a vytemperovaného na 45°C. K hostitelským buňkám se sterilně
přidají 2 ml 0,22% CaCl2 (do 20 ml). Pak se pipetuje 0,3 ml inokula do každé
zkumavky.
 c/ Na bakteriologické plotny s 2%MPA se pipetuje 0,1ml příslušných ředění fága.
Ihned po napipetování se miska zaleje obsahem jedné zkumavky, krouživým
pohybem se agar promíchá s napipetovanou kapkou a ve vodorovné poloze
nechá utuhnout.
 d/ Misky umístíme dnem vzhůru do termostatu a kultivujeme při 30°C 12 - 24
hodin.
Hodnocení:
Počítáme počet plak na miskách s nejvhodnějším ředěním, tj. takovým, kde vyrůstá
na 1 misce okolo 100 plak. K miskám, na kterých je méně než 10 plak při hodnocení
nepřihlížíme. Výsledek dostaneme v PFU .ml-1
.
Příklad výpočtu: Na 3 Petriho miskách naočkovaných 0,1ml vzorku ředěného 10-5
se vytvořil následující počet plak: 122, 132, 139. Aritmetický průměr z těchto
hodnot je 131.
Titr lyzátu je: 131 . 105
= 1,31 . 107
v 0,1ml, tedy 1,31 . 108
v 1ml neředěného
vzorku. Toto číslo ve skutečnosti vyjadřuje počet fágových částic schopných
vytvářet plaky, nikoliv absolutní počet virionů, výsledek se proto uvádí v tzv. PFU =
plaques forming units. Titr našeho fágového lyzátu je tedy 1,31 . 108
PFU.ml-1
.
61
62
14.2. Jednostupňová růstová křivka fága
Průběh růstového cyklu fága je charakterizován jednostupňovou růstovou křivkou.
Kromě průběhu jednotlivých fází životního cyklu můžeme z růstové křivky stanovit fágový
výnos, tj. poměr mezi konečným a počátečním počtem fágových částic. Ke stanovení
růstové křivky virulentního fága je možno použít výše popsanou metodu dvouvrstevného
agaru.
Organismy:
Staphylococcus aureus SA 812, virulentní stafylofág 812
Pomůcky:
masopeptonový bujon (MPB, M 1), 0,067M fosfátový ústoj (R 16), 0,22% CaCl2,
Petriho misky s 2% MPA (M 2), 0,7% MPA, sterilní pipety, zkumavky,
provzdušňovací lahve, provzdušňovací motorek, vodní lázeň, spektrofotometr.
Postup:
 20 ml MPB naočkujeme kličkou buněk a necháme 24h kultivovat při 30°C.
 3 ml inokula přeočkujeme do 200 ml čerstvého MPB a pokračujeme v kultivaci 4h
při 30°C za intenzivního provzdušňování.
 Narostlou kulturu sterilně zcentrifugujeme a resuspendujeme v MPB tak, aby
suspenze obsahovala přibližně 109
buněk v 1 ml (orientačně nastavíme
nefelometricky na absorpci 78%). Kulturu pak 100x zředíme ve sterilním MPB a
plotnovou metodou stanovíme počet buněk.
 Do sterilní baňky napipetujeme 18 ml zředěné suspenze buněk, 2 ml 0,22%
CaCl2 a vytemperujeme směs na teplotu 30°C.
 Po 15 minutách přidáme 0,2 ml lyzátu fága 812 (titr přibližně 108
aktivních
fágových částic v 1 ml).
 V časových intervalech 0, 20, 40, 60, 80, 100, 120, 140, 160 minut od přidání
fága odebíráme vzorky a stanovíme v nich počet virionů metodou
dvouvrstevného agaru.
Hodnocení:
Průměrné počty vytvořených plak sestavíme do tabulky a znázorníme graficky
průběh jednostupňové růstové křivky virulentního fága 812 (osa x - čas v minutách;
osa y - log počtu fágových částic přepočtený na 1 ml). Na základě jednostupňové
růstové křivky stanovíme hodnotu průměrného fágového výnosu (BS). Dále
vypočteme vkladový poměr (input ratio), označený jako IR a definovaný poměrem
celkového počtu virionů ve směsi (PFU) k celkovému počtu do pokusu vzatých
bakteriálních buněk. Jde tedy o teoretický počet fágů připadajících na jednu
bakteriální buňku.
63
64