2 Buňka – základní jednotka života
2.1 Vznik buněk
Pokud si omezíme filozoficky komplikovanou definici života pouze na organizmy plně a
samostatně schopné své vlastní reprodukce, lze tvrdit, že je vše živé tvořeno základními
morfologicko-funkčními jednotkami – buňkami (latinsky cellula, obr. 2.1). Existují sice i
nebuněčné formy živých soustav, například viry, viroidy a virusoidy, zde je ale
problematické mluvit o organizmech v pravém slova smyslu. Sami o sobě se viry ani ostatní
zmíněné infekční částice nedokáží reprodukovat a při své replikaci více či méně spoléhají na
systémy napadených buněk nebo dokonce jiných nebuněčných živých soustav. Můžeme je
proto považovat spíše za jakési molekulární vnitrobuněčné parazity představované prostou
genetickou informací, případně chráněnou proteinovým obalem, která však pro samostatný
život nepostačuje. Specifickou kategorii potom reprezentují priony – infekční proteinové
částice, které zcela postrádají genetickou informaci, přesto se v buňkách množí a vyvolávají
smrtelné choroby živočichů i člověka. Priony představují patologické protějšky normálních
proteinů, běžně přítomných v buňkách, od kterých se liší pouze svou konformací, tj.
prostorovou strukturou molekuly. Při kontaktu s jinými proteiny na ně tuto konformaci
přenášejí, čímž je přetvářejí v patologické, a tato reakce se lavinovitě šíří1
.
Vznik buněk vysvětluje více hypotéz, z nichž žádná není doposud uspokojivě prokázána.
Někteří badatelé dokonce zastávají názor, že ke zrodu života došlo opakovaně. Nicméně se
zdá, že všechny dnešní buňky mají jednoho společného předka. Detailní výklad jednotlivých
alternativ jde nad rámec této kapitoly, takže je následující text nutné chápat spíše jako
ilustraci možného vývoje. Zásadními událostmi ve vývoji prabuňky muselo být vymezení se
jejího předchůdce vůči okolnímu prostoru a vznik genetického kódu, který následně získal
schopnost své vlastní reprodukce. Zda se nejprve vytvořil samoreplikující se genetický kód
(patrně na bázi ribonukleové kyseliny), který byl následně opouzdřen membránou, nebo zda
dříve existoval tzv. koacervát, který pohltil jednoduché replikující se molekuly, zůstává
předmětem debat. Dnes již klasická Oparinova teorie považuje za jeden z evolučních milníků
právě koacerváty, tedy jakési kapénkovité shluky makromolekul, později ještě ohraničené
primitivní membránovou strukturou. Koacerváty se na Zemi objevily patrně někdy před 3,85
miliardami let a jejich následným zdokonalováním, zejména již zmíněným pohlcením
                                                            
1
Jako již mnohokráte v historii, i tentokráte byl obdobný fenomén předpovězen již mnohem dříve v literatuře scifi.
Ve své knize „Cat’s Cradle“ (1963) popisuje Kurt Vonnegut novou formu ledu, tzv. ice-nine, který při
kontaktu s vodou způsobuje její řetězovou přeměnu na ice-nine. Jelikož všechny živé organizmy fungují na bázi
kapalné vody, představuje pro ně kontakt s ice-nine smrt. Není toto snad úžasná vize prionů?
primitivního autoreplikujícího se genetického kódu, se postupně vyvinula eobionta
(protoorganizmy, progeonta). Tyto prabuňky již vykazovaly jednoduchý metabolizmus a
dokázaly se rozmnožovat, takže představovaly jakýsi základní kámen biologické evoluce
vedoucí k dnešním prokaryotům (baktérie a archea) a později eukaryotům.
2.2 Prokaryota a eukaryota
Dle přítomnosti pravého buněčného jádra dělíme buňky na fylogeneticky starší prokaryotické
(řecky; pro = před, karyon = jádro) a mladší eukaryotické (řecky; eu = pravý). Prokaryoty
rozumíme bezjaderné, zpravidla jednobuněčné organizmy (bakterie, archea), které vznikly
přibližně před 3–3,5 miliardami let a které jsou značně jednodušší a asi 10x menší (desetiny
mikrometru až několik mikrometrů) než buňky jaderné, eukaryotické (obr. 2.1). Místo
pravého jádra obsahují jen nukleoid (prokaryotický chromozom) sestávající se obvykle
z jedné molekuly dvouřetězcové deoxyribonukleové kyseliny (DNA), která u baktérií
neasociuje s histony2
, nemá introny3
a není membránou oddělena od cytoplazmy. Archeální
DNA však histony váže a introny se v genech mohou vyskytovat, takže archea z hlediska
organizace genetické informace spíše připomínají eukaryota, a bývají proto pokládána za
překlenující článek mezi prokaryoty a eukaryoty.
Kromě nukleoidu se v cytoplazmě prokaryot vyskytují i plazmidy, malé kruhové molekuly
DNA, které nesou doplňkovou genetickou informaci, často pro rezistenci k různým
environmentálním faktorům, například antibiotikům. Jelikož si buňky plazmidy čile
vyměňují, může se rezistence touto cestou snadno šířit. Syntéza proteinů probíhá obdobně
jako u eukaryot na ribozomech, prokaryotické ribozomy jsou ale menší. Membránové
organely, typické pro eukaryotické buňky, pak zcela chybí. U fotosyntetizujících prokaryot
lze sice najít tylakoidy a chromatofory (vychlípeniny cytoplazmatické membrány nebo váčky
s fotosyntetickými barvivy), stále však nejde o plnohodnotné plastidy. Od vnějšího prostředí
chrání prokaryota buněčná stěna (kromě mykoplazmat), některá mají i další obaly, fimbrie a
bičík. Jedná se o buňky haploidní4
, množící se asexuálně prostým dělením.
Eukaryotické buňky (obr. 2.1) existují jako jednobuněčné samostatně žijící organizmy
(kvasinky, prvoci) nebo se spolupodílí na tvorbě specializovaných tkání a orgánů vyšších
                                                            
2
Histony jsou velmi konzervativní bazické jaderné proteiny, které se u eukaryot vážou na DNA a vytvářejí s ní
chromatin.
3
Geny se u eukaryot a v menší míře i archeí skládají z exonů a intronů. Exony kódují genetickou informaci,
zatímco introny představují nekódující sekvence. Exony i introny se přepisují do primárních transkriptů RNA,
z kterých však specializované enzymy introny následně vyštěpí (mluvíme o tzv. sestřihu). 
4
 Diploidní buňky obsahují dvě sady párových (homologických) chromozomů, jedna sada pochází od otce, druhá 
od matky. Haploidní buňky mají jen jednu sadu chromozomů.  
mnohobuněčných organizmů. V tomto případě se v rámci jednoho organizmu vyskytuje
mnoho různě diferencovaných a funkčně zaměřených typů buněk, které prostřednictvím
vzájemné komunikace a spolupráce společně umožňují jeho existenci. Eukaryotické buňky
jsou proti prokaryotům mnohem složitější a větší, zejména se liší přítomností pravého jádra
a membránových cytoplazmatických organel (mitochondrie, lyzozomy, Golgiho aparát,
endoplazmatické retikulum, případně plastidy).
Zásadní rozdíly se týkají také uspořádání genetické informace, jejíž převážnou většinu nese u
eukaryot jaderná DNA. Ta je lineární a reprezentuje chromozomy v pravém slova smyslu.
Chromozomy se sestávají z chromatinu, tedy organizovaného komplexu DNA s histony a
nehistonovými proteiny. V buněčném jádře ohraničeném jadernou membránou se u různých
organizmů vyskytuje druhově specifický počet chromozomů charakteristických velikostí a
morfologie. Na rozdíl od prokaryot představují dominantní část jaderné DNA introny a
nesčetné nekódující sekvence. Jelikož eukaryota mohou být jak haploidní, tak diploidní,
množí se nepohlavně i sexuálně. U některých může docházet i k střídání haploidní a diploidní
fáze a způsobu rozmnožování.
Eukaryota nemají plazmidy, malá část genetické informace se však nachází
v semiautonomních organelách – mitochondriích a u rostlin i plastidech. Mitochondriální
(mtDNA) a plastidové (pDNA) genofory se víceméně podobají prokaryotickému nukleoidu.
Mezi organizmy sice existuje značný rozptyl ve velikosti a genové hustotě mtDNA a pDNA,
povětšinou se však jedná o kruhovou DNA bez intronů, která neasociuje s histony. Strukturu
mtDNA a pDNA proto považujeme za silný důkaz endosymbiotického původu
semiautonomních organel. V jedné organele přitom nalézáme jednotky až desítky molekul
DNA.
Přerod prokaryotické buňky na buňku eukaryotickou vedl pravděpodobně přes archea,
celý proces však stále zůstává zastřen tajemstvím. Jednou z cest může být vzájemná, i
vícestupňová fagocytóza prokaryotických buněk a pozdější transformace internalizovaných
buněk v membránové organely – mitochondrie, chloroplasty, a případně i buněčné jádro (tzv.
endosymbiotická teorie). Mitochondrie se patrně vyvinuly z parazitické baktérie rodu
Rickettsia a primární plastidy z určité sinice pozřené jinou buňkou. Pro vznik eukaryotického
jádra byl pak postulován nespočet hypotéz, včetně symbiotických, z nichž žádná ale není
obecně akceptována. Pro diskusi na toto téma proto odkazujeme na specializovanou literaturu.
Unikátním fenoménem, který se uskutečnil pouze u eukaryot, je rozvoj mnohobuněčnosti
spojený s morfologickou a funkční specializací buněk, jejich vzájemnou komunikací a
koordinovanou společnou existencí v rámci organizmu. Prokaryotické buňky sice také někdy
vytvářejí kolonie a vzájemně se ovlivňují, nelze však mluvit o mnohobuněčnosti ve
skutečném slova smyslu. Mnohobuněčné formy života se objevily separátně u živočichů,
rostlin a hub. V dnešní době svět buněk zahrnuje obrovské spektrum rozmanitých typů,
lišících se ve všemožných parametrech. Přesto můžeme buňky v základních rysech s trochou
nadsázky obecně přirovnat k vysoce organizovaným mikroskopickým chemickým továrnám,
ohraničeným buněčnou membránou (případně ještě buněčnou stěnou – rostliny, houby) a
naplněným cytoplazmou obklopující buněčné jádro (nebo nukleoid).
Obr. 2.1 Stavba prokaryotické a eukaryotické buňky
1. jadérko, 2. jádro, 3. ribozom, 4. váček, 5. hrubé endoplazmatické retikulum, 6. Golgiho aparát, 7. cytoskelet,
8. hladké endoplazmatické retikulum, 9. mitochondrie, 10. vakuola, 11. cytozol, 12. lyzozom, 13. centriol).
A: https://cs.wikipedia.org/wiki/Prokaryotick%C3%A1_bu%C5%88ka.
B: http://projekt.gymtri.cz/soubory/Biologie/1‐rocnik/eukaryotni‐bunky/euk_bunka.svg.png
2.3 Cesta k objevu buňky
Z dnešního pohledu považujeme buňky za nejmenší systémy schopné samostatného života a
reprodukce, které disponují vlastním genetickým materiálem, proteosyntetickým aparátem a
energetickým metabolizmem. Buňky dále vykazují schopnost dráždivosti, růstu a v některých
případech i pohybu a diferenciace. Za zakladatele cytologie (nauky o buňce) lze považovat
Jakoba Schleidena (1804–1881) a Theodora Schwanna (1810–1882), společně s českým
vědcem Janem Evangelistou Purkyně (1787–1869). K objevu buňky vedla dlouhá cesta, jež
byla dlážděna mnoha zlomovými objevy i omyly a sahá minimálně k vynálezu světelného
mikroskopu, který nám otevřel dveře do mikrosvěta. Vynálezce mikroskopu není přesně
znám. První použitelný mikroskop sestrojil nejspíše holandský brusič skla Zacharias Jansen
se svým otcem Hansem v polovině 16. století.
Termín „buňka“ nejdříve použil Robert Hooke (1635–1703) ve své knize Micrographia, kde
v roce 1665 podrobně popsal zdokonalení mikroskopu a zároveň opublikoval své nákresy
nejrůznějších mikroskopických i makroskopických objektů. S vlastnoručně sestrojeným
mikroskopem pozoroval mimo jiné i dutinky v korkové zátce, které mu připomínaly komůrky
ve včelí plástvi. Pojmenoval je tedy „cellulae“, buňky. Zatím však nevěděl nic o jejich stavbě
a funkci.
Do roku 1719 se datuje nejstarší známá kresba buněk s jádry od Antoniho van
Leeuwenhoeka, zobrazující červené krvinky lososa. Leeuwenhoek byl téměř fanatickým
pozorovatelem mikrosvěta a učinil v této oblasti mnoho podstatných zjištění. Například
v dešťové vodě nalezl celé spektrum mikroorganizmů, kterým přiřkl jméno „zvířátka“
(animalcules). Přestože se původně věnoval vědeckému výzkumu jen jako amatér, stal se z něj
nakonec jeden z nejvýznamnějších průkopníků mikroskopie a otec mikrobiologie.
V roce 1831 objevil Robert Brown buněčné jádro a roku 1834 vyslovil Pavel Fjodorovič
Gorjaninov (1796–1865) myšlenku, že každý živý organizmus je složen z buněk. K rozkvětu
cytologie pak významnou měrou přispěl již zmíněný český fyziolog Jan Evangelista
Purkyně, který roku 1837 přednesl v Praze svoji „zrníčkovou teorii“. Jako jeden z prvních
poukazoval na skutečnost, že se organizmy (rostliny i živočichové) skládají ze zrnité hmoty,
jejíž každé zrníčko (buňka) vykazuje samostatnou metabolickou aktivitu. Vnitřní obsah buňky
nazval protoplazmou a buňkám připisoval fundamentální význam pro existenci života.
Inspirováni těmito i svými vlastními objevy formulovali roku 1839 Matthias Jakob
Schleiden a Theodore Schwann tzv. buněčnou teorii. Potvrdili, že rostliny i živočichové se
sestávají ze stejných základních jednotek – buněk, a prokázali, že všechny buňky obsahují
jádra. Důležitým krokem kupředu bylo zejména vysvětlení činnosti buněk na základě
molekulárních a atomárních procesů. Jak buňky vznikají, však zůstávalo i nadále zastřeno
tajemstvím. Za podstatné lze proto považovat vyvrácení tzv. abiogeneze, tj. spontánního
vzniku živých buněk z neživé hmoty, které učinil Louis Pasteur (1822–1885). Roku 1855
pak Rudolf Virchow konečně dokázal, že buňky pocházejí zase a jen z buněk jejich dělením
(omnis cellula e cellula). Tuto myšlenku následně rozpracoval Walther Flemming (1843–
1905), který ji rozšířil i na chování buněčných jader (omnis nucleus e nucleo; jádra vznikají
jen z jader již existujících). K tomuto závěru dospěl při sledování dělení chromozomů, které
nazval mitózou. Rozvinout mohl myšlenky Karla Wilhelma von Nägeliho a Wilhelma
Hofmeistera, kteří nezávisle na sobě pozorovali mitózu a chromozomy již v letech 1844–
1849, funkční význam těchto fenoménů ale asi ještě příliš nechápali.
Zcela převratný milník pak představovalo rozluštění principů dědičnosti, kterým Gregor
Johann Mendel předběhl svou dobu nejméně o 100 let. Přestože ještě neznal chromozomy
ani DNA, poodhalil roušku závislosti mezi fenotypem a genotypem a matematicky definoval
principy přenosu genetické informace z generace na generaci (Mendelovy zákony dědičnosti).
Mendel se tak stal zakladatelem zcela nového vědního oboru – genetiky. V roce 1943 pak
Oswald Avery, Colin MacLeod a Maclyn McCarty identifikovali DNA jakožto nositelku
dědičné informace, na což v roce 1953 navázali Rosalind Elsie Franklinová, Francis Crick
a James Watson přelomovým popisem struktury dvoušroubovice DNA a odhalením
základního kopírovacího mechanizmu, jímž život pochází ze života. Zatímco dva později
jmenovaní badatelé dostali za tento počin v roce 1962 Nobelovu cenu, Franklinová, jejíž
zásluhy byly patrně největší, se bohužel udílení cen nedožila.
Všechny tyto a řada dalších objevů umožnily dále zdokonalit buněčnou teorii až do dnešní
podoby, kdy je zřejmé, že buňky představují základní stavební a funkční jednotky všeho
živého (nebuněčné organizmy na nich existenčně závisí), vznikají pouze z již existujících
buněk, vycházejí svým původem ze společného předka5
a obsahují genetickou informaci,
která je základem jejich vzezření i aktivit. Každá buňka přitom přenáší svou genetickou
informaci do dceřiných buněk, které jsou na jejím základě vystavěny a mohou se díky ní dále
rozmnožovat.
Na závěr jen zdůrazněme, že výzkum buněk zůstává i v současnosti neuvěřitelně dynamickou
a fascinující záležitostí, což by samozřejmě nebylo myslitelné bez paralelního rozvoje
adekvátních, především mikroskopických technik. Obrovský posun v našem porozumění
buněčné anatomii a funkcím přinesl elektronový mikroskop, který o dva až tři řády překonal
fyzikálně dané maximální možné rozlišení optického mikroskopu (cca 200 nm; tzv. Abbeho
limit). O tento pokrok se v roce 1931 zasloužil Ernst Ruska, za což byl později (1986)
oceněn Nobelovou cenou. I přes doposud nepřekonanou rozlišovací schopnost však není ani
elektronová mikroskopie pro výzkum buněk všespásná. Vzorky se totiž musí fixovat a nařezat
na tenké plátky, což buňky jednak poškozuje, jednak je není možné studovat v trojrozměrném
prostoru a/nebo v reálném čase (živé buňky). Řada vědců proto hledala a následně i vymyslela
různé způsoby, jak již zmíněný Abbeho limit obejít. Rozlišení optické mikroskopie se tak
posunulo k dnešní hranici 10 nm. Za tento průlom byla v roce 2014 opět udělena Nobelova
cena, kterou tentokráte obdrželi tři vědci současně – Eric Betzig a William Moerner za tzv.
SMLM mikroskopii (Single Molecule Localization Microscopy) a Stefan Hell za STED
mikroskopii (Stimulated Emission Depletion Microscopy).
2.4 Anatomie buňky – cytoplazma a cytoplazmatické organely
Eukaryotickou buňku můžeme v zásadě rozdělit na buněčné jádro (chromatin +
nukleoplazma) a zbytek buňky vyplněný cytoplazmou, ve které se nacházejí semiautonomní
organely (mají svoji DNA) a další membránové i nemembránové útvary. Od okolního
prostředí buňku odděluje cytoplazmatická membrána a v některých případech i buněčná stěna.
Co do vzhledu a funkce jsou buňky velmi variabilní, což u jednobuněčných odráží jejich
různé životní strategie, u mnohobuněčných pak specializaci v rámci organizmu. Základní rysy
                                                            
5
Což dokládá např. stejné chemické složení buněk.
však mají všechny buňky společné. V (lékařské) radiobiologii nás zajímají zejména buňky
eukaryotické.
2.4.1 Buněčná stěna
Výskyt buněčné stěny se omezuje jen na prokaryota (baktérie, archea) a některé eukaryotické
organizmy – řasy, rostliny a určité druhy hub. Buněčná stěna vytváří kolem buněk exoskelet,
který je chrání před vlivy okolního prostředí a patogeny, nebo naopak, v případě patogenních
baktérií, před imunitním systémem hostitele. Díky své pevnosti také brání osmotické expanzi
buněk a u rostlin a hub plní i funkci stavební a skladovací. Buněčná stěna dovoluje prostup
vody a v ní rozpuštěných živin, ztěžuje ale mezibuněčnou komunikaci. Proto se v ní zpravidla
vyskytují otvory, kterými procházejí plazmodezmy (spoje) propojující vnitřní obsah
(protoplasty) jednotlivých buněk. Hlavní komponentou buněčné stěny může být u eukaryot
celulóza, hemicelulóza a pektiny (rostliny), chitin (houby), nebo chitin společně s β-1,3polyglukanem
(kvasinky). U baktérií pak rozlišujeme dva typy buněčné stěny, na základě
jejichž rozdílného barvení krystalovou violetí dělíme baktérie na grampozitivní a
gramnegativní. Grampozitivní buněčná stěna se skládá převážně z peptidoglykanů a je dosti
mohutná, zatímco gramnegativní buněčná stěna je více lipopolysacharidová a podstatně tenčí,
pokrývá ji nicméně ještě další (druhá) membrána. Archea mají buněčnou stěnu převážně z
pseudopeptidoglykanu.
2.4.2 Buněčné membrány
Rozlišujeme cytoplazmatickou membránu (plazmalema), která izoluje buňky od okolního
prostředí, a membrány buněčných organel (vnitrobuněčné), které vymezují jednotlivé
funkční kompartmenty v buňce. Membránové útvary (Golgiho aparát, endoplazmatické
retikulum, lyzozomy, vakuoly, tylakoidy, peroxizomy a případně další mikrotělíska)
obklopuje membrána jednoduchá, jádro a semiautonomní organely (mitochondrie, plastidy)
dokonce membrána dvojitá. Membrány nejenže oddělují vnitřní prostor organel a
membránových útvarů od okolní cytoplazmy, ale také se aktivně podílejí na jejich činnostech.
Specifické funkce organel se proto projevují i ve složení příslušných membrán, což se týká
zejména spekter zabudovaných proteinů.
Strukturu membrány popisuje tzv. semipermeabilní mozaikový model, zvaný též model
tekuté mozaiky. Podstata modelu spočívá v tvorbě lipoproteinové dvojvrstvy, ve které
„plavou“ včleněné proteiny (obr. 2.2) a další komponenty. Základ membrány představují
fosfolipidy (glycerofosfolipidy a sfingolipidy), jež mají na jedné straně molekuly hydrofilní
fosfátový zbytek (tzv. hydrofilní hlavička) a na straně druhé jeden nebo dva hydrofobní
uhlíkové řetězce mastných kyselin (tzv. hydrofobní ocásky). Jako celek proto molekuly
fosfolipidů vykazují amfipatické6
vlastnosti, což se projevuje jejich orientací vůči vodě tak,
že polární (hydrofilní) hlavičky s vodou reagují, zatímco nepolární (hydrofobní) ocásky ji na
základě hydrofobních interakcí7
vypuzují a vzájemně spolu asociují. Spontánně (tzv. selfassembling)
se tak formuje fosfolipidová dvojvrstva o tloušťce 7,5 nm, kde od sebe
odvrácené hydrofilní hlavičky tvoří na bočním řezu membránou (obr. 2.2) horní a spodní
povrch dvojvrstvy, zatímco vzájemně vmezeřené hydrofobní ocásky vybíhající z těchto
hydrofilních povrchů vyplňují její vnitřní prostor. Spontánní charakter skládání lipidové
dvojvrstvy zajišťuje také regeneraci membrány v případě jejího poškození. Důležitou
lipidovou složkou membrán jsou mj. steroly, u savců např. cholesterol a ergosterol.
Do fosfolipidové dvojvrstvy se zanořují membránové proteiny, které mohou částečně či
zcela procházet membránou (integrální proteiny) nebo se jen vázat na její povrch (periferní
proteiny). Proteiny plní v membráně nejrůznější úkoly, zejména spojené s membránovým
transportem a buněčnou signalizací dovnitř i ven z buňky. V membráně je zakotven například
nespočet různých receptorů s enzymatickou aktivitou nebo funkčně spřažených s enzymy,
které reagují na impulzy z vnějšího prostředí a převádějí je na signály regulující buněčné
řídící dráhy8
. Kritické dráhy spouští například dělení buňky po zachycení růstového faktoru.
Mutace příslušných membránových receptorů proto nezřídka pozorujeme v nádorových
buňkách, kde činí receptory nezávislé na okolních signálech nebo jiným způsobem
abnormálně stimulované, a tudíž kontinuálně signalizující a nutící buňku k neustálé
proliferaci. Následky této situace si můžeme snadno domyslet. Receptory umožňují také
vzájemné rozpoznání buněk a jejich komunikaci, třeba v rámci imunitní reakce. Jako signální
molekuly na vnějším povrchu membrány slouží i sacharidy.
Důležité je, že se kompozice vnitřní a vnější strany fosfolipidové dvojvrstvy liší, což se
projevuje asymetrií a polaritou membrány. Další funkčně podstatnou vlastností fosfolipidové
dvojvrstvy je její semipermeabilita, díky níž do buňky a buněčných organel volně proniká
jen voda (osmóza) a některé malé a nepolární molekuly (difúze). Obráceně řečeno, membrány
de facto nepropouštějí nabité částice (ionty) a polární molekuly, takže se pro jejich prostup do
buňky musely vyvinout specifické transportní mechanizmy (obr. 2.2) spoléhající se na
                                                            
6
Amfipatický = zároveň hydrofilní a hydrofobní.
7
Kromě hydrofobních interakcí se na formování membrány podílí i další síly – elektrostatické a van der
Waalsovy síly, tvorba vodíkových můstků a nekovalentní interakce. 
8
Regulačními drahami rozumíme kaskády biochemických procesů vedoucí ve svém konečném důsledku
k nějakému efektu, například iniciaci buněčného dělení apod.
transmembránové proteiny (zprostředkovaná difúze a aktivní přenos). Proteiny fungují buď
sami jako transmembránové přenašeče, nebo vytvářejí iontové pumpy a transportní kanálky,
jež transport vykonávají. Různé membrány exprimují odlišné soubory transportních proteinů,
čímž se specializují k patřičným funkcím.
Transport může probíhat samovolně přímo přes membránu, nebo zprostředkovaně přes
transportní membránové struktury. Z hlediska spotřeby energie se transport dělí na pasivní a
aktivní. Mezi pasivní formy patří prostá difúze a zprostředkovaná difúze, tedy mechanizmy
přenosu malých molekul po koncentračním spádu (elektrochemický gradient) bez spotřeby
energie. Difúzí dovnitř a ven z buňky pronikají například plyny a malé hydrofobní molekuly.
Prostá difúze se řídí pouze fyzikálně-chemickými zákony a buňky ji proto nemohou
ovlivňovat. Zprostředkovaná difúze se týká molekul, které volně neprostupují membránou
(fosfátové a další ionty, aminokyseliny, monosacharidy, disacharidy atd.), a proto vyžadují
přítomnost proteinových přenašečů, například membránových kanálků. Kanálky fungují
obousměrně, některé jsou specifické jen pro určité molekuly a případně i regulovatelně
uzavíratelné. Prostřednictvím kanálků může tedy buňka příjem konkrétních látek
přizpůsobovat okamžitým potřebám. Důležitý je v tomto ohledu například transport různých
iontů. Alternativně se pasivní přenos odehrává přes proteinové přenašeče, na které se
transportované molekuly navážou a poté jsou „překlopeny“ skrz membránu na její vnitřní
stranu. Dochází k tomu díky konformačním změnám vyvolaných v přenašeči vazbou
příslušné látky.
Aktivní transport spotřebovává energii získanou štěpením adenosintrifosfátu (ATP)
(primární aktivní transport; uniport a kotransport) nebo ze současného přenosu jiné látky
po koncentračním spádu (výměnný transport neboli sekundární aktivní transport). To se
může dít směrem opačným proti vlastní transportované látce (antiport) nebo i stejným
(symport). Aktivní transport se uskutečňuje pomocí iontových pump, přenašečových proteinů
vybavených ATPázovou aktivitou nebo membránových váčků. Iontové pumpy (sodíkodraslíková,
vodíková, kalciová) hrají v životě buňky zásadní úlohu, protože zodpovídají za
udržování důležitých buněčných gradientů, nezbytných například pro šíření elektrického
signálu (nervových vzruchů), produkci kyseliny chlorovodíkové (HCl) v žaludku anebo
syntézu ATP v mitochondriální membráně (blíže kap. 2.4.5). Buněčné membrány tak zajišťují
nejen příjem a výdej látek, ale také se aktivně podílí na buněčném metabolizmu a šíření
vzruchů mezi buňkami.
S využitím membránových váčků probíhají poslední dvě formy aktivního transportu –
endocytóza a exocytóza. Endocytózou rozumíme přenos nespecifických látek dovnitř buňky.
Látky jsou nejprve obaleny buněčnou membránou, která se posléze vychlipuje dovnitř buňky
a odštěpuje zde váčky (vezikuly) uvolňující svůj obsah do cytozolu. Podle charakteru
dopravované látky rozlišujeme fagocytózu, jejímž prostřednictvím buňky pohlcují větší
pevné látky ale třeba i baktérie a jiné buňky, a pinocytózu, zaměřenou na extracelulární
tekutiny a v nich rozpuštěné látky. Tvorba váčku může být zahájena i specifickou vazbou
látky na receptor v membráně. Naopak vylučování buněčného obsahu (neurotransmitery,
inzulin atd.) nazýváme exocytózou. Váčky se odškrcují od Golgiho aparátu, putují
k cytoplazmatické membráně, splývají s ní, a následně se vylévají do extracelulárního
prostoru.
Obr. 2.2 Mozaikový model cytoplazmatické membrány se znázorněnými mechanizmy transmembránového
transportu látek http://www.dancesalsa.co/types-of-transport-diagram.html
2.4.3 Cytoplazma
Cytoplazma vytváří prostředí pro existenci buněčných organel včetně jádra a zprostředkovává
jejich metabolické a transportní spojení. V cytoplazmě se rozpouští celá řada látek a dochází
k jejich ředění pro chemické přeměny. U rostlin má tato základní hmota živých organizmů
charakter solu, u živočichů spíše gelu. Hlavní složku cytoplazmy představuje voda (60–85 %),
mezi další významnější komponenty patří globulární bílkoviny (albuminy, globuliny) a celá
řada organických i anorganických látek, například enzymy, ribonukleové kyseliny (RNA),
lipidy, mastné kyseliny, lipoproteidy a aminokyseliny. Cytoplazmu proto můžeme považovat
za jakýsi koncentrovaný gel nejrůznějších molekul vykazující nesčetné enzymatické a další
chemické aktivity (anaerobní glykolýza, částečné odbourávání potravy, syntéza lipidů atd.).
Zcela zásadním procesem, který zde probíhá na ribozomech, je translace proteinů.
Cytoplazma také pomáhá regulovat hospodaření s vodou a elektrolyty a na rozdíl od jádra se
barví kyselými barvivy.
2.4.4 Ribozomy
Ribozomy představují nejmenší buněčnou organelu pozorovatelnou jako granula o průměru
20–30 nm. Skládají se z ribozomálních RNA (rRNA) a desítek proteinů. Při podrobnějším
pohledu lze rozeznat malou a velkou podjednotku, u eukaryot se sedimentačními
koeficienty9
40 S a 60 S (celý ribozom 80 S). Prokaryota mají ribozomy o něco jednodušší a
menší (70 S), s podjednotkami 30 S a 50 S. Ribozomy katalyzují translaci, tedy syntézu
proteinů podle informace zakódované v mediátorové RNA (mRNA). Termín translace je zde
opravdu výstižný, neboť na ribozomech se skutečně překládá sekvenční kód DNA do kódu
aminokyselin. Informace zapsaná v DNA pomocí čtyř písmen (bází) musí být převedena do
abecedy aminokyselin, jež se skládá z písmen jednadvaceti10
, navíc jiných než v DNA (obr.
2.3). Úlohu překladatelů zde plní aminoacyl-tRNA-syntetázy a transferové RNA (tRNA).
Aminoacyl-tRNA-syntetázy jsou přísně specifické enzymy, jež umí dle prostorové struktury
(tj. konformace) molekul rozpoznat vzájemně si odpovídající kombinaci aminokyseliny a
příslušné tRNA, na jejíž 3‘-konec akceptorového raménka aminokyselinu napojí. Kromě
vazebného místa pro aminokyselinu má každá tRNA také tzv. antikodon, tvořený třemi
nukleotidy, kterým na základě komplementarity bází11
rozeznává korespondující kodon na
mRNA. Transferová RNA s navázanou aminokyselinou takto na ribozomu dekóduje
informaci obsaženou v mRNA, načež přenášenou aminokyselinu zařadí na správné místo do
syntetizovaného polypeptidového řetězce. Pro každou z 21 aminokyselin existuje jedna
aminoacyl-tRNA-syntetáza a alespoň jedna specifická tRNA, která může číst i více z 64
možných kodonů. Tento fenomén, tj. začlenění konkrétní aminokyseliny do proteinu
prostřednictvím více kodonů, označujeme jako degeneraci genetického kódu.
Proces přidávání aminokyselin do proteinového řetězce lze ve zjednodušené podobě popsat
následovně: Iniciační tRNA s navázaným methioninem (případně formylmethioninem u
baktérií) nasedne do příslušného místa malé podjednotky ribozomu. Poté se k malé
podjednotce přichytí svým 5‘-koncem také mRNA, a to prostřednictvím zde přítomné rRNA.
Malá podjednotka s iniciační tRNA se pak posouvá po mRNA k jejímu 3‘-konci, dokud
nenarazí na iniciační kodon AUG, od kterého má být translace zahájena. Iniciace translace ze
správného místa je pro syntézu proteinu naprosto kritická, jelikož jakákoliv nepřesnost v jeho
identifikaci, byť i o jediný nukleotid, zapříčiní nesmyslné čtení sekvence mRNA celého
genu12
. Po nalezení iniciačního kodonu se s malou podjednotkou spáruje i podjednotka velká,
která katalyzuje vznik peptidické vazby mezi aminokyselinami13
, jež jsou k ribozomu
                                                            
9
Velikost ribozomů a jejich podjednotek je udávána pomocí sedimentačních koeficientů, tedy v tzv.
Svedbergových sedimentačních jednotkách [S].
10
 Uvažujeme zde i selenocystein. 
11
Tedy na stejném principu, dle kterého se řídí replikace a transkripce.
12
Vzhledem k tripletovému charakteru genetického kódu má posun startovního místa transkripce o 1 nebo 2
nukleotidy někdy i mnohem závažnější následky pro funkci proteinu než posun o 3 nukleotidy. Dojde totiž
k narušení celého čtecího rámce genu.
13
Jelikož klíčovou úlohu při této katalýze hraje rRNA, představuje ribozom jakýsi obří ribozym. 
dopravovány dalšími a dalšími tRNA. Nově příchozí tRNA se vážou na ribozom a vytlačují
z něj starší tRNA, které již odevzdaly svou aminokyselinu. Tímto mechanizmem je zajištěno
kontinuální prodlužování peptidového řetězce a zároveň i směřování celého ribozomu
kupředu po mRNA k dalším kodonům. Ve svém pohybu ribozom pokračuje, dokud se
nezastaví na kodonu terminačním, který syntézu proteinu ukončí. U prokaryot probíhá
rozpoznání iniciačního kodonu trochu jiným způsobem než u eukaryot, takže ribozomy
mohou nasedat na mRNA po celé její délce, a tedy v mnohonásobném počtu (polycistronní
mRNA).
Z hlediska lokalizace rozlišujeme ribozomy volně se vyskytující v cytoplazmě a ribozomy
vázané na endoplazmatické retikulum. Logicky lze odvodit, že volné ribozomy syntetizují
proteiny cytoplazmatické, zatímco ribozomy drsného endoplazmatického retikula především
proteiny určené pro cytoplazmatickou membránu, některé buněčné organely (např. enzymy
lyzozomů) a také export z buňky. Volné a vázané ribozomy mají přitom zcela stejnou stavbu
a o jejich interakci s endoplazmatickým retikulem rozhoduje pouze proteinový řetězec, jehož
syntéza na ribozomu právě započala. Proteinové řetězce cílící volné ribozomy do
endoplazmatického retikula nesou na svém N-konci speciální signální sekvenci, jež je
rozpoznávána tzv. částicí SRP (signal recognition particle). Celý ribozom s navázanou částicí
SRP se následně přichytí k příslušným receptorům v retikulu. Celkově můžeme v buňce najít
miliony ribozomů.
Obr. 2.3 Translace genetické informace a syntéza proteinů na ribozomech
https://slideplayer.cz/slide/6077889/19/images/28/Genetick%C3%A1+informace+DNA+RNA+Proteiny+Replik
ace+Transkripce+Translace.jpg
2.4.5 Mitochondrie
Jedná se původně o samostatné mikroorganizmy, bakterie, které se v průběhu evoluce
symbioticky začlenily do buněk. Mitochondrie mají ovoidní (chondros) až protáhlý (mitos)
tvar a jejich velikost kolísá v rozsahu 1–2 µm. Některé buňky si vystačí s jen jednou obří
mitochondrií, obvykle se však setkáváme se stovkami až tisíci mitochondrií. Mitochondrie
jsou v cytoplazmě rozloženy víceméně disperzně, nejčastěji se ale nachází poblíž jádra,
případně v oblasti buňky, která vyžaduje vysoký přísun energie (kontraktilní aparát srdečního
svalu, bičík spermií apod.). Tato lokalizace koresponduje s funkcí mitochondrií, které
můžeme metaforicky přirovnat k jakýmsi „buněčným elektrárnám“ produkujícím
adenosintrifosfát (ATP), jež buňkám slouží jako univerzální zdroj energie. Jinými slovy,
mitochondrie přeměňují energii živin, zejména cukrů a tuků, do podoby přímo využitelné
buňkou.
Mitochondrie ohraničují dvě membrány, z nichž obě hrají klíčovou úlohu v mitochondriálních
procesech a obsahují vzájemně odlišná spektra proteinů. Vnější membrána je hladká a
pórovitá, ta vnitřní naopak zvrásněná a vybíhající do vnitřního prostoru mitochondrie v
podobě hřebenovitých výběžků – tzv. krist. Na vnitřní membráně probíhá
elektrotransportní (dýchací) řetězec a oxidační fosforylace, takže její zvrásnění významně
zvyšuje povrch dostupný pro syntézu ATP. Mezi membránami se nachází intermembránový
prostor, který svým složením s ohledem na malé molekuly odpovídá díky vysoké
propustnosti vnější membrány (až do cca 5000 Da) cytozolu. Oblast pod vnitřní membránou
pak nazýváme matrix. Realizuje se zde řada fundamentálních biochemických dějů –
Krebsův cyklus (citrátový cyklus), β-oxidace mastných kyselin a část cyklu močoviny.
Krebsův cyklus poskytuje vysokoenergetické elektrony pro dýchací řetězec ve vnitřní
membráně. Enzymy řetězce postupně přenášejí elektrony až na kyslík (za vzniku vody),
přičemž takto jimi uvolněnou energii obratem využívají k pumpování protonů pocházejících
z vody uvnitř matrix do intermembránového prostoru, tj. přes vnitřní mitochondriální
membránu. Tím se vytváří silný elektrochemický gradient nutící protony k návratu do matrix.
To se děje průchodem přes ATP syntázu, která je též usazena ve vnitřní mitochondriální
membráně a s využitím energie procházejících protonů syntetizuje ATP.
Mitochondrie, jako jediné cytoplazmatické organely lidských buněk kromě jádra, mají svou
vlastní mitochondriální DNA (mtDNA) a RNA a uskutečňují transkripci i translaci. Genetická
výbava mitochondrií však kóduje jen malou část potřebných proteinů, takže jejich funkce
zároveň významně závisí na buněčném jádře. Mitochondrie proto patří mezi tzv.
semiautonomní organely. Genom mitochondrií představuje jedna či několik kruhových
molekul DNA, které se volně vyskytují v matrix, nebo se pojí na vnitřní membránu.
Mitochondriální DNA se proto podobá spíše prokaryotickému genoforu než eukaryotickým
chromozomům a dědí se matroklinně14
. Mutace v mtDNA nebo jaderných genech pro
mitochondriální enzymy způsobují dědičná nebo i získaná onemocnění, zejména
metabolického charakteru. Ještě dodejme, že se mitochondrie množí autoreprodukcí
(nemohou vznikat prostým poskládáním buněčných komponent de novo) a nejsou součástí
endoplazmatického retikula, přestože patří mezi membránové organely. K syntéze jejich
                                                            
14
 Paternální přenos mtDNA do dceřiných buněk jsme znali u některých organismů, nikoli však člověka. V roce 
2018 byl  případech překvapivě pozorován současný přenos mateřské a otcovské také u lidské mtDNA (Luo S. et 
al, Biparental Inheritance of Mitochondrial DNA in Humans. PNAS, 2018 115 (51) 13039‐13044. 
proteinů dochází na volných cytoplazmatických ribozomech nebo na vlastních ribozomech
v mitochondriální matrix.
U některých organizmů, například rostlin a řas, se mezi semiautonomní organely
symbiotického původu řadí také plastidy, z nichž v obecnou známost vešly zejména
chloroplasty. Chloroplasty se v mnoha rysech podobají mitochondriím, obsahují však
chlorofyl a kromě jiných důležitých biochemických dějů zodpovídají za zcela zásadní proces
– fotosyntézu.
2.4.6 Golgiho aparát
Pojem Golgiho aparát souhrnně označuje, podobně jako v případě endoplazmatického
retikula, systém cisteren a váčků roztroušených v cytoplazmě, případně obklopujících jádro
jako síť. Funkčně zprostředkovává Golgiho aparát přechod mezi endoplazmatickým
retikulem, cytoplazmou a cytoplazmatickou membránou. V elektronovém mikroskopu bylo
prokázáno, že se Golgiho aparát skládá ve své střední části z plochých cisteren ohraničených
hladkou membránou, které v periferní zóně přecházejí do malých váčků (vezikul). Golgiho
aparát představuje důležitou sekreční organelu a kromě buněčného transportu vytvořených
látek zajišťuje i jejich posttranslační modifikace. Produkuje například imunoglobuliny a
polysacharidové struktury pro povrchový glykokalix, což je ochranná polysacharidová vrstva
pokrývající cytoplazmatickou membránu. Některé látky se v Golgiho aparátu také skladují a
odstraňují.
2.4.7 Lyzozomy
Lyzozomy mají kulatý nebo ovoidní tvar, na povrchu je kryje jednoduchá membrána a
vznikají oddělením z hladkého endoplazmatického retikula nebo Golgiho aparátu. Tyto duté
organely disponují hydrolytickými enzymy, obecně patřícími mezi kyselé hydrolázy
(například kyselou fosfatázu, lipázy, ribonukleázy, glykozidázy a celou řadu dalších enzymů).
Uvnitř lyzozomů (lumen) panuje kyselé prostředí (pH asi 5), které umožňuje degradačním
enzymům fungovat za běžných okolností pouze v těchto organelách. Obecně lyzozomy
zodpovídají za rozklad určitých komponent buňky a materiálu vstřebaného z okolí (buněčné
trávení). Při poškození buňky nebo po její smrti se enzymy z lyzozomů uvolňují do
cytoplazmy a zprostředkovávají autolýzu jejího obsahu.
Rozlišujeme primární, sekundární a terciární lyzozomy. Primární lyzozomy jsou
produkovány endoplazmatickým retikulem, odkud se dostávají do Golgiho aparátu a ve formě
drobných váčků pokračují do cytoplazmy. Sekundární lyzozomy pak bývají větší a značně
heterogenní, dle toho, co tráví. Můžeme je rozdělit na heterolyzozomy a autolyzozomy.
Heterolyzozomy vznikají splynutím primárního lyzozomu s fagozomem a odbourávají
cizorodé látky, které vnikly do buňky fagocytózou (heterofagozomy), například bakterie.
Autolyzozomy pak eliminují nežádoucí části organel a cytoplazmy. Terciální lyzozomy
shromažďují nerozložitelné látky, například lipofuscin, který můžeme v mikroskopu
pozorovat jako zelenožlutě až hnědočerveně zbarvené kapénky. Lyzozomální onemocnění,
někdy nazývaná jako „střádavá“, se objevují vzácně a způsobuje je kumulace nezpracovaných
látek v lyzozomech v důsledku poruchy aktivity některého z lyzozomálních enzymů. Podle
nových studií se lyzozomy podílejí patrně i na buněčném signalizování, například spojeném
s apoptózou. Lyzozomy nacházíme výhradně u živočišných buněk.
2.4.8 Peroxizomy
Peroxizomy, membránou obalená malá (0,1–1 µm) ovoidní tělíska, odvozují svůj původ
od endoplazmatického retikula. Obsahují peroxidázu, katalázu, různé aminooxidázy a některé
další enzymy, jež se uvnitř peroxizomů organizují v tzv. krystaloid, zajišťující správnou
návaznost probíhajících chemických reakcí. Peroxizomy zejména oxidativně degradují dlouhé
řetězce mastných kyselin a dalších substrátů, tvoří žlučové kyseliny a recyklují cholesterol.
Procesem podobným β-oxidaci v mitochondriích se uvolňuje peroxid vodíku, který je
následně využit pro spřažené oxidační reakce. Jakékoliv přebytky peroxidu ihned rozkládá
kataláza na vodu a kyslík, a chrání tak buňku proti jeho toxickým účinkům. Souhrnně lze tedy
říci, že se peroxizomy podílejí na buněčném metabolizmu a odstraňování toxických látek
(například etanolu, některých D-aminokyselin, fenolických látek, kyseliny mravenčí,
glyoxylátu, epoxidů, formaldehydu, dusitanů a mnoha buněčných metabolitů).
2.4.9 Proteazomy
Proteazomy se vyskytují v cytoplazmě i buněčném jádře a představují nástroj likvidace
přebytečných, nesprávně nasyntetizovaných a poškozených proteinů. Můžeme si je představit
jako chemický mlýnek, vrátky uzavřený válec, do kterého je po otevření těchto vrátek na
základě příslušného signálu nežádoucí protein vtažen, rozštěpen proteázami a na druhém
konci vyloučen v podobě krátkých fragmentů až jednotlivých aminokyselin. Proteiny, které
mají být proteazomem rozloženy, jsou nejprve příslušnými enzymy označeny
polyubiquitinovým řetězcem. Některé porušené proteiny však podléhají degradaci i bez
tohoto signálu. Proteazomy tak hrají v buňce extrémně důležitou úlohu, protože regulují
proteinovou homeostázu. Nepřekvapuje proto, že jejich disfunkce se podílí na celé řadě
patologických procesů, včetně karcinogeneze.
2.4.10 Buněčné inkluze
Jako buněčné inkluze (paraplazma) nazýváme produkty buněčného metabolizmu a exogenní
látky, které se dočasně či trvale ukládají v cytoplazmě a mohou být či nemusí ohraničeny
membránou. K endogenním inkluzím patří sekreční granula (váčky endoplazmatického
retikula a Golgiho aparátu vyplněná sekretem), glykogen (zásobní polysacharid), kapénky
lipidů, krystaly bílkovin a další. Exogenní inkluze se dostávají do cytoplazmy fagocytózou
nebo pinocytózou. Zbarvené inkluze označujeme jako pigmenty.
2.4.11 Cytoskelet
Cytoskelet se v každé eukaryotické buňce rozprostírá jako trojrozměrná síťovitá plazmatická
struktura proteinové povahy, která se na jedné straně váže k buněčnému jádru a na straně
druhé k plazmatické membráně. Na tuto síť se napojují i ostatní buněčné organely. Funguje
jako jeden z nejdůležitějších organizačních systémů v buňce, který se uplatňuje po celou dobu
její existence (pohyb organel, svalové stahy, přenos signálů buněčného metabolizmu atd.).
Podílí se také na buněčném dělení (vnitrobuněčný pohyb chromozomů) a zániku buněk
(apoptóza či nekróza). Na stavbě cytoskeletu kooperují aktinová filamenta (mikrofilamenta),
střední filamenta a mikrotubuly.
Aktinová filamenta (průměr 5–7 nm) slouží k pohybu buňky, váčků a vnitrobuněčných
struktur. Kromě toho stabilizují buněčné výběžky a podílejí se na zaškrcování cytoplazmy
během dělení. Svazečky mikrofilament ležící v klidové buňce pod cytoplazmatickou
membránou (kontraktilní svazky) označujeme jako stresová vlákna. Globulární aktin
v přítomnosti iontů K+
a Mg2+
polymeruje za spotřeby ATP a tvorby vláknité dvoušroubovice.
Opačný proces pak představuje depolymerizace vlákna. Ve svalových strukturách asociují
aktinová filamenta s myozinem.
Střední filamenta (10 nm) poskytují buňce pevnost, chrání ji před deformacemi a tvoří
vlákna v mezibuněčné hmotě (kolagen, elastin, retikulin). Střední filamenta vznikají stočením
mnoha proteinových vláken, takže připomínají jakési mikroskopické lano. Důležitou
komponentu středních filament představuje jaderná lamina (laminy A, B, a C), která se jako
proteinová síťovitá vrstva rozprostírá pod vnitřní stěnou jaderné membrány, na kterou přiléhá
a poskytuje jí mechanickou oporu. Lamina se rovněž podílí na ustanovení jaderné architektury
chromatinu a regulaci aktivity genomu. Laminy dále spoluvytvářejí jadernou matrix a kostru
buněčného jádra, přičemž významně participují na jeho rekonstrukci po proběhnuvší mitóze.
Mutace v laminech a asociovaných proteinech způsobují často závažná dědičná i získaná
onemocnění – laminopatie (například Emery-Dreifusovu dystorfii nebo HutchinsonovuGilfordovu
progerii, spíše známou jako tzv. syndrom předčasného stárnutí).
Mikrotubuly, tvořené tubulinem (průměr 25 nm), formují nekontraktilní struktury kolísavé
délky, přítomné ve všech eukaryotických buňkách. Jsou stavebními složkami stabilních (cílie
a bičíky) i labilních struktur (dělící vřeténko – centriola). Rozpad a opětovné sestavení
mikrotubulů probíhá rychle, takže mohou výhodně sloužit k tvorbě dynamického lešení pro
vnitrobuněčný transport, organizaci organel a buněčné dělení.
2.5 Anatomie buňky – buněčné jádro a genetická informace
Buněčné jádro (latinsky nucleus, řecky karyon, obr. 2.4) bylo prvním objeveným subbuněčným
útvarem (R. Brown, 1831). Nikdo tehdy samozřejmě netušil, o jak fascinující
organelu se jedná. Nejprve se na něj pohlíželo jako na jednoduchou strukturu, která již není,
kromě jadérka, dělitelná na další subkompartmenty. Metaforicky řečeno, jádro tehdy badatelé
považovali za jakýsi vak, v jehož nitru se převaluje amorfní jaderná matrix. Dnes je již
nepochybné, že obhospodařuje jednak kompletní genetickou knihovnu15
eukaryotické buňky,
jednak představuje jakýsi centrální buněčný počítač, disponující veškerými potřebnými
databázemi, softwarem i hardwarem pro zajištění stavby a řízení funkce sebe sama i celé
buňky. Jádro je ohraničeno dvojitou jadernou membránou a má obvykle okrouhlý až
tyčinkovitý, někdy i laločnatý tvar s průměrnou velikostí asi 5–10 µm. Rozměry jádra závisí
na typu, funkci a stáří buňky, např. se zmenšuje během stárnutí. Jádro se obvykle vyskytuje
centrálně, jinak je tomu třeba u vajíček a tukových či svalových buněk. Buňka mívá zpravidla
jen jedno jádro, ale existují i buňky mnohojaderné. Více jader nalezneme třeba u osteoklastů,
sloužících k odbourání kostní tkáně, nebo syncytií, vznikajících splynutím svalových buněk.
Jiné typy buněk naopak jádro zcela postrádají nebo je jeho funkce redukována16
.
Hlavní komponenty buněčného jádra představují karyoplazma (nukleoplazma) a chromatin
(chroma – barevný, barvitelný). Karyoplazma je poměrně tekutá hmota obsahující zejména
histony, DNA polymerázy, RNA polymerázy, nukleotidy, proteiny participující na reparaci
                                                            
15
Malou část genetické informace u eukaryot ukrývají i mitochondriemi a případně plastidy, u prokaryot je
doplňková genetická informace uložena na plazmidech.
16
Například červené krvinky savců, které se nedělí a specializují se pouze na přenos kyslíku, vypudí jádro již
v průběhu postnatální erytropoézy v kostní dřeni. Terminálně diferencovaných neutrofily mají zase jádro silně
kondenzované a geneticky málo aktivní. Jeho funkce totiž spočívá v obraně organizmu proti infekci – po aktivaci
patogenem jádro neutrofilu doslova exploduje, čímž do okolního prostředí vymrští spoustu chromatinových
vláken, jež imobilizují infekční agens a vyvolávají další stimulaci imunitního systému.
DNA, nejrůznější typy RNA a další molekuly. Chromatin (neboli komplex DNA s histony a
nehistonovými proteiny) vytváří v mitóze známé pentlicovité útvary, chromozomy. Dříve se
myslelo, že chromozomy jsou jen mitotické, svou povahou dočasné struktury, které se během
interfáze17
zcela rozpouští a v následující mitóze vznikají de novo. Tento předpoklad vycházel
ze skutečnosti, že tehdejšími metodami přestávaly být chromozomy v období mimo mitózu
viditelné. Interfázní jádro proto vědci ještě relativně nedávno připodobňovali k vaku, ve
kterém plují a náhodně se mísí jednotlivá vlákna DNA, podobně jako nudle v polévce.
Na přelomu 18. a 19. století začali Rabl (1885), Strasbourger (1905) a Boveri (1909) uvažovat
o určité organizaci buněčného jádra a nenáhodném uspořádání chromatinu také během
interfáze. Následně byly s využitím radioizotopové a později fluorescenční in situ hybridizace
(FISH) pozorovány jaderné domény interfázních chromozomů. Existence těchto domén, též
zvaných jako chromozomální teritoria, jednoznačně prokázala, že chromozomy v interfázi
sice dekondenzují, zachovávají si ale svou identitu a určitou strukturu. Dnes víme, že
zaujímají pouze určitý limitovaný objem jádra, jen omezeně se prolínají, a společně vytvářejí
funkční jadernou architekturu. Další výzkumy odhalily, že topologie chromozomálních
teritorií v buněčném jádře a také chromatinu uvnitř těchto teritorií se řídí určitými pravidly
statistického charakteru. S postupem času se tak stále zřetelněji ukazuje, že strukturní aspekty
hrají ve fungování jádra a genetické informace zcela zásadní roli.
Můžeme si snadno představit, že úkolem kondenzované struktury mitotických chromozomů je
umožnit souměrný a bezpečný přenos genetické informace do dceřiných buněk během
buněčného dělení. Správně porozumět úloze struktury chromatinu v interfázi však bude
mnohem složitější, protože chromozomy v tomto období buněčného života vykonávají své
komplexní provozní a řídící funkce. Patří mezi ně zejména materiální vyjádření genetické
informace, iniciované transkripcí (přepisem) DNA do RNA. Další interfázní proces, který
musí proběhnout mezi jednotlivými děleními buňky, představuje replikace (zdvojení
množství) DNA a vytvoření sesterských chromatid chromozomů. A konečně, jelikož
transkripce, replikace, buněčný metabolizmus a vnější faktory DNA neustále poškozují,
probíhají v interfázní buňce nesčetné procesy zaměřené na její opravu. Všechny tyto aktivity
interfázních chromozomů vyžadují přístup složitých proteinových komplexů k DNA, a tudíž i
určitou specifickou strukturu chromatinu. Struktura chromatinu tak hraje v interfázi zásadní
řídící úlohu, a je proto přísně regulována. Na této regulaci se výrazně podílí tzv. epigenetické
modifikace DNA a histonů, které nejenže přímo upravují strukturu interfázních
                                                            
17
tj. v období mezi mitózami 
chromozomů, genů, nebo dokonce i jejich částí dle aktuálních buněčných požadavků, ale
zároveň jednotlivé oblasti chromatinu opatřují specifickým epigenetickým kódem. Tento kód
řídí interakce DNA s histony a dalšími proteiny (transkripčními faktory, polymerázami,
reparačními proteiny DNA, strukturními proteiny chromatinu atd.), a tedy i to, jak budou
buňky s genetickou informací pracovat. Jinými slovy, genetický kód zaznamenaný v sekvenci
nukleotidů DNA popisuje, co bude buňka produkovat, zatímco epigenetický kód (epi = nad,
tedy „nadgenetický“ kód) buňce určuje, jak a za jakých okolností se tak má dít. Kompletní
sekvenci lidského genomu dnes známe díky úctyhodnému projektu HUGO. Vzrušující
výzkum epigenetického kódu a způsobů, jakými buňka s naší genetickou knihovnou pracuje,
však usilovně pokračuje. To se týká i otázek funkčního významu jaderné architektury a
mechanizmů vedoucích k jejímu ustanovení.
Obr. 2.4 Interfázní buněčné jádro a jeho komponenty
https://pngtree.com/freepng/cell-nucleus-structures_3526116.html
2.5.1 Jaderná membrána (karyolema)
Jádro na povrchu obaluje dvojitá jaderná membrána, karyolema. Karyolemu můžeme
pozorovat v optickém mikroskopu jako tenkou, ostře ohraničenou linii, v elektronovém
mikroskopu složenou ze dvou třívrstvých membrán (vnitřní a zevní). Na vnitřní membránu se
váže chromatin prostřednictvím jaderné laminy, tj. jakéhosi proteinového lešení
sestávajícího z laminů, které dodává jádru pevnost. Chromatin se k lamině přichytává jen
prostřednictvím specifických chromozomálních lokusů, takže se jaderná membrána kromě
jiných úkolů podílí také na ustanovení funkční jaderné architektury. Na vnější membránu se
spolu s ribozomy pojí drsné endoplazmatické retikulum, do něhož volně prostupuje
perinukleární prostor. Přes endoplazmatické retikulum a následně Golgiho aparát jádro
komunikuje s cytoplazmatickými organelami, cytoplazmatickou membránou a
mimobuněčným prostředím.
Interakci mezi jádrem a cytoplazmou dále zprostředkovávají jaderné póry, které v karyolemě
vytvářejí transmembránové kanálky s osmičetnou symetrií a velikostí 20–50 nm. Jaderné póry
zaujímají asi deset procent až jednu třetinu povrchu karyolemy a mají pro život buňky zcela
zásadní význam. Zajišťují nezbytnou cirkulaci proteinů a RNA molekul mezi cytoplazmou
(syntéza proteinů) a jádrem (syntéza RNA). Do cytoplazmy jimi proudí zejména molekuly
mediátorové mRNA, transferové tRNA a ribozomální podjednotky vytvořené v jádře
interakcí ribozomálních proteinů s ribozomálními rRNA. Proteiny lokalizované v jaderných
pórech také provádějí výstupní kontrolu řetězců RNA, čímž zabraňují průniku aberantních
RNA do cytoplazmy. Naopak dovnitř jádra se jadernými póry dostávají ribozomální proteiny,
sestřihové faktory RNA18
, histony a další stavební komponenty chromatinu a veškeré proteiny
řídící metabolizmus DNA, zejména transkripční faktory, replikační faktory a enzymy.
V oblasti jaderných pórů vnitřní a vnější membrána splývá, přičemž vlastní pór přepažuje
tenká diafragma. Maximální velikost molekul, které mohou jadernými póry pronikat,
odpovídá asi 60 kDa. O transportu proteinů do jádra rozhoduje také tzv. jaderný lokalizační
signál (NLS), tj. krátká aminokyselinová sekvence umožňující navázání proteinu, který ji
obsahuje, na příslušný transportér. Jaderný exportní signál (NES) naopak označuje proteiny
určené pro export z jádra do cytoplazmy.
Aby byl během buněčného dělení umožněn rozestup chromozomů do dceřiných buněk,
dochází na začátku mitózy spolu s kondenzací chromozomů k fosforylaci jaderné membrány a
jejímu rozpadu na drobné fosfolipidové váčky. Při tvorbě nového jádra jsou pak komponenty
membrány opět defosforylovány, což umožňuje shlukování a polymerizaci těchto váčků na
chromozomech a rekonstrukci membrány.
2.5.2 Jadérko
Jadérko (latinsky nucleolus) představuje dynamický útvar v interfázním buněčném jádře,
který neohraničuje membrána. Ve světelném mikroskopu ho můžeme pozorovat jako oválné
oblasti barvící se hematoxylinem a syntetickými bazickými barvivy. Fluorescenční barviva
(DAPI, TOPRO3) jadérko naopak nebarví. Z toho lze vyvodit, že obsahuje jen relativně malé
množství DNA. Konkrétně se jedná o organizátory jadérka akrocentrických chromozomů,
které nesou mnohonásobné kopie genů pro rRNA a kolem kterých se jadérka formují.
V případě člověka se tvorby jadérka účastní chromozomy 13, 14, 15, 21 a 22, společně
zahrnující zhruba 400 genů pro rRNA. Tyto geny jsou velmi silně přepisovány. O intenzitě
jejich transkripce si můžeme udělat obrázek již jen ze samotného faktu, že rRNA tvoří více
než polovinu RNA produkované v jádře. Kolem genů pro rRNA se tak kumuluje objemná
sféra jejich transkriptů, které zde podléhají dalším úpravám (maturace). Hotové molekuly
RNA následně interagují s ribozomálními proteiny za vzniku ribozomálních podjednotek.
V elektronovém mikroskopu můžeme rozlišit několik morfologických vrstev jadérka, není
však zcela jasné, jak tyto vrstvy korelují s výše popsanými procesy a strukturami. Kompozice
jadérek je navíc proměnlivá. Nejdříve se v buňce vyskytuje několik pre-jadérek, která spolu
                                                            
18
Sestřih z pre-mRNA odstraní introny za vzniku mRNA, která teprve slouží k translaci na ribozomech.
posléze splývají. V jádře je tak obvykle přítomno jadérko jedno, někdy však i více,
v závislosti na typu a metabolické aktivitě buňky. V některých typech buněk se jadérko
objevuje až v průběhu diferenciace. Jadérka mají tvar kulatého tělíska o průměru 1–3 µm a
nacházejí se uprostřed jádra nebo u jeho vnitřní membrány. Jadérko zajišťuje především
syntézu rRNA, v současné době však začínáme odhalovat i jeho další funkce, například
zapojení do reakce buňky na stres nebo infekci.
2.5.3 Jaderná DNA a základní jaderné procesy – replikace a transkripce
Jak již bylo uvedeno, převážnou část jádra vyplňuje chromatin, tedy DNA v komplexu s
histony a nehistonovými proteiny. Všechny tyto složky mají v chromatinu nezastupitelnou
úlohu. Deoxyribonukleová kyselina (obr. 2.5) uchovává, realizuje a udržuje kontinuitu
genetické informace. Tato polymerní makromolekula se skládá ze dvou řetězců vytvořených
spojením různě velkého počtu nukleotidů prostřednictvím fosfodiesterové vazby. Nukleotidy
se sestávají ze zbytku kyseliny fosforečné, deoxyribózy (cukru) a jedné z purinových (adenin,
guanin) nebo pyrimidinových (cytozin, tymin) bází. Spojováním deoxyribóz přes zbytky
kyseliny fosforečné se vytváří tzv. cukr-fosfátová páteř DNA, na kterou se přes deoxyribózu
pojí pomocí N-glykosidické vazby jednotlivé baze. Specifickým řazením těchto bazí v rámci
řetězce (tj. sekvencí nukleotidů) je v DNA zapsána vlastní genetická informace.
Z chemického hlediska rozlišujeme 5‘-konec a 3‘-konec řetězce DNA. 5‘-konec zakončuje
fosfátový zbytek na uhlíku 5 deoxyribózy (proto 5‘), zatímco 3‘-konec OH skupina na uhlíku
3 deoxyribózy (proto 3‘). Již proslavená dvoušroubovice DNA vzniká vazbou dvou opačně
orientovaných (tzn. 5-->3 a 3-->5), tzv. antiparalelních řetězců prostřednictvím vodíkových
můstků mezi protilehlými nukleotidy. Dvoušroubovice DNA je obvykle pravotočivá19
a na
základě tzv. Watson-Crickova párování bází v ní proti adeninu (A) stojí v opačném řetězci
vždy tymin (T), zatímco guanin (G) se páruje s cytozinem (C). A a T pojí dva vodíkové
můstky, G a C pak tři. Z uvedeného plyne, že dvoušroubovici mohou vytvářet jen takové
řetězce, které jsou si při antiparalelní orientaci vzájemně inverzním obrazem – mluvíme o tzv.
komplementárních řetězcích20
. Na principu komplementarity spočívají kromě samotné
stavby dvoušroubovice DNA i její aktivity podmiňující existenci života tak, jak ho známe – tj.
replikace, transkripce a některé mechanizmy reparace DNA a regulace genové exprese.
                                                            
19
Existuje několik helikálních forem DNA, zatímco A a B jsou pravotočivé, méně obvyklá forma Z je
levotočivá; formy A a Z se vyskytují jen za specifických podmínek.
20
Vzájemně komplementární jsou například řetězce 5‘-AACTG-3‘ a 3‘-TTGAC-5‘. 
Fenomén komplementarity proto představuje naprosto stěžejní evoluční „vynález“ a využívají
ho i některé důležité metody molekulární biologie a genového inženýrství.
Obr. 2.5 Struktura nukleotidů (vlevo) a molekuly DNA (vpravo)
https://www.biologyexams4u.com/2013/04/double-helix-dna-model-by-watson-and.html#.W3aijLh9haQ
Než postoupíme k vyšším organizačním celkům chromatinu – chromozomům, zastavíme se
na chvíli ještě u zmíněné replikace a transkripce DNA. Replikací rozumíme zdvojení
buněčného obsahu DNA před rozdělením rodičovské buňky na buňky dceřiné. Jedná se tedy o
proces zajišťující kontinuitu života. Replikace je iniciována v S fázi buněčného cyklu v
předem určených místech genomu, definovaných nukleotidovou sekvencí ori (tzv. origins).
Od těchto počátků probíhá obousměrně a tzv. semikonzervativním způsobem. Řetězce
mateřské dvoušroubovice DNA se nejprve v místě replikace za pomoci enzymů vzájemně
rozvolní (denaturují), čímž se v DNA objeví „bublina“ nespárovaných nukleotidů, do které se
následně váže celá řada replikačních proteinů za tvorby dvou protisměrně orientovaných
replikačních vidlic. Celou strukturu si můžeme připodobnit ke dvěma proti sobě postaveným
písmenům Y, replikačním vidlicím, nejprve se dotýkajícím svou rozvětvenou částí a poté se
s postupem replikace od sebe vzdalujícím (obr. 2.6). Báze písmene Y odpovídá stále ještě
nerozpletené dvoušroubovici, zatímco každá z jeho větví představuje jeden z uvolněných
(jedno)řetězců. Oba oddělené (jedno)řetězce slouží jako templát pro syntézu nascentního
řetězce DNA. Primární úlohu v tomto procesu hraje DNA-dependentní DNA polymeráza
(DNA polymeráza), která čte sekvenci nukleotidů na templátovém řetězci a na základě
komplementarity bází postupně přidává nukleotidy do řetězce nového. DNA polymeráza
nicméně dokáže katalyzovat spojení nukleotidů prostřednictvím fosfodiesterových vazeb
pouze ve směru 5‘-->3‘. Ze dvou nových řetězců DNA je proto kontinuálně syntetizován jen
jeden (vedoucí řetězec), zatímco ten druhý (opožďující se řetězec) je prodlužován postupně
po krátkých úsecích, tzv. Okazakiho fragmentech (obr. 2.7). Protože DNA polymeráza
vyžaduje pro zahájení své činnosti existenci krátkého fragmentu RNA, na který by mohla
začít nukleotidy napojovat, závisí ve své činnosti na DNA-dependentní RNA polymeráze
(DNA primáze), která tyto tzv. primery vytváří. Pro syntézu celého vedoucího řetězce stačí
primer jediný, v případě opožďujícího se řetězce je zapotřebí jeden primer pro každý
Okazakiho fragment. Na rozdíl od transkripce (viz dále) se během replikace nový řetězec
ihned páruje s řetězcem původním (templátovým) a formuje s ním dvoušroubovici DNA. V
celkovém výsledku výše popsaných aktivit proto vznikají dvě dceřiné molekuly DNA, z nichž
každá se sestává z jednoho templátového řetězce rodičovské DNA a jednoho řetězce nově
nasyntetizovaného. Proto replikaci označujeme za semikonzervativní (obr. 2.6).
Obr. 2.6 Iniciace a průběh replikace DNA http://uoitbiology12u2014.webly.com/dna-replication.html
Na závěr zdůrazněme, že kromě DNA polymerázy a primázy se na replikaci podílí celá řada
dalších enzymů a proteinů, z nichž každý má svou nezastupitelnou specifickou úlohu (obr.
2.7). Například helikázy rozmotávají dvoušroubovici DNA před postupující replikační
vidlicí. Ve snižování narůstajícího torzního pnutí v DNA jim pomáhají i topoizomerázy.
Ribonukleázy zajišťují odstranění RNA primerů z nascentních řetězců DNA a speciální typy
DNA polymeráz následné vyplnění takto vytvořených mezer deoxyribonukleotidy. Ligázy
nakonec zacelí zlomy v cukrfosfátové páteři nových řetězců, objevující se zejména
v replikátech opožďujícího se řetězce. Pro zajímavost lze ještě uvést, že nepřesnost replikace
u člověka odpovídá pouze asi 1 chybě na 109
až 1011
nukleotidů, přičemž lidská DNA
v haploidním stavu (tj. v buňkách před replikací) obsahuje cca. 3.2 x 109
párů bazí (3.2 Gbp).
Takto vysokou přesnost celého složitého procesu zajišťuje korekturní (proofreading) funkce
samotné DNA polymerázy a také další opravné mechanizmy buňky (Kap. 3), vyměňující
špatně zařazené nukleotidy za správné jak již během replikace, tak po jejím dokončení.
Transkripce (přepis) je dalším fundamentálním procesem, ke kterému dochází v buněčném
jádře a jímž se zahajuje realizace genetického programu buňky. Prostřednictvím transkripce
vytváří DNA své „pracovní“ kopie v podobě různých typů RNA molekul – mRNA, rRNA,
tRNA, a tzv. malých RNA. Nejprve se DNA přepíše do primárního transkriptu (obecně hnRNA
nebo též pre-RNA), teprve jehož dalšími post-transkripčními úpravami21
vznikají
funkční RNA. V případě strukturních genů22
jsou to tzv. mediátorové RNA23
(mRNA), které
následně putují z jádra cytoplazmou k ribozomům, kde dochází ke konečné materializaci
genetické informace překladem jejich sekvence (translací) do podoby stavebních, regulačních,
                                                            
21
Post-transkripční úpravy si můžeme nejlépe ilustrovat na genech kódujících proteiny (tzv. strukturní geny),
které se u eukaryot a v menší míře také archeí skládají z exonů a intronů. Oba typy sekvencí se přepisují do
primárního transkriptu, do proteinů se však překládají pouze exony kódující jejich aminokyselinovou sekvenci.
V rámci post-transkripčních úprav pre-mRNA proto probíhá tzv. sestřih (splicing), tj. vyštěpení intronů. Během
sestřihu mohou být z pre-mRNA eliminovány spolu s introny i různé kombinace exonů (alternativní sestřih),
čímž z jednoho strukturního genu vznikají různé mRNA, a tedy i izoformy daného proteinu. Jednotlivé izoformy
se více či méně liší svými funkcemi, pročež je jejich exprese často limitována na různé tkáně nebo vývojová stádia
buněk a organizmu. Další úpravy mRNA transkriptů u eukaryot zahrnují pokrytí jejich 5‘-konců tzv. čepičkou a
přidání polyadenylačního (poly-A) signálu na jejich 3‘-konece. První uvedená modifikace chrání mRNA před
rozkladem a zprostředkovává navázání mRNA na ribozom, druhá modifikace stabilizuje křehkou mRNA a podílí
se na jejím transportu.
22
Strukturní geny kódují aminokyselinovou sekvenci proteinů.
23
Mediátorová mRNA je někdy též nazývaná jako informační RNA.
signalizačních, enzymatických a dalších proteinů (viz výše, kap. 2.4.4). Transkripty
nekódujících sekvencí DNA (rRNA, tRNA, malé RNA) se do proteinů nepřekládají a samy v
buňce vykonávají nepostradatelné funkce. Například ribozomální RNA (rRNA) tvoří nedílnou
součást ribozomů a transferové tRNA k nim dopravují aminokyseliny potřebné pro syntézu
proteinů. Další typy nekódujících RNA se společně s proteiny podílejí na regulaci a průběhu
vitálních procesů v buněčném jádře, např. transkripce.
Obr. 2.7 Schéma prokaryotické replikační vidlice http://www.onlinebiologynotes.com/dna-replication/
Jelikož transkripce samotná probíhá v základních rysech podobně jako replikace, zmíníme jen
několik důležitých faktů. K transkripci dochází na rozdíl od replikace (S fáze) především v G1
a G2 fázi buněčného cyklu. Je však třeba zdůraznit, že řada genů je transkribována také/právě
v S fázi, což znamená, že buňka musí v tomto kritickém období transkripci, replikaci a navíc i
procesy reparace DNA precizně separovat v prostoru a čase. Případná kolize mezi těmito
aktivitami24
vede k replikačnímu stresu a genomické nestabilitě, jež je markérem i častou
příčinou karcinogeneze.
Transkripce se od replikace liší také tím, že geny nejsou během buněčného cyklu
transkribovány jen jednou, nýbrž opakovaně, s intenzitou odrážející potřeby buňky. Jinými
slovy, každý buněčný typ má svůj geneticky naprogramovaný specifický transkripční profil,
charakteristický souborem transkribovaných genů a intenzitou jejich transkripce. Transkripční
profil závisí také na fázi buněčného cyklu a okamžitém stavu buňky.
Transkripci iniciuje vazba specifických kombinací transkripčních faktorů na regulační
oblasti DNA. Obecné transkripční faktory přisedají na tzv. promotory, specifické
transkripční faktory se pak vážou na enhancery nebo silencery, tedy další regulační
sekvence, které zesilují nebo umlčují transkripci. Enhancery a silencery mohou být přitom od
promotorů na DNA značně vzdáleny, což poukazuje na skutečnost, že regulační procesy
zahrnují i změny struktury chromatinu. Transkripčních faktorů existuje velké množství a
jejich produkce přísně závisí na typu a stavu buňky. Obecné transkripční faktory se exprimují
ve všech buňkách, zatímco speciální transkripční faktory pouze v buňkách určitého typu
a/nebo za určitých podmínek (např. v ozářených buňkách, buňkách vystavených tepelnému
stresu, infekci, atd.). Každý typ buněk proto disponuje specifickým souborem genů a má svůj
charakteristický transkripční profil, jak již bylo zmíněno.
                                                            
24
 manifestující se např. tvorbou hybridů RNA‐DNA, tzv. R‐smyček 
Samotný proces transkripce probíhá obdobně jako replikace, přepisuje se však pouze
antikódující25
(negativní) řetězec DNA za vzniku jednoho řetězce RNA. Ten se následně od
molekuly DNA oddělí a řetězce DNA spolu opět asociují do původní dvoušroubovice.
Centrálním enzymem transkripční mašinérie je DNA-dependentní RNA polymeráza (RNA
polymeráza), která na základě komplementarity bází zajišťuje vlastní přepis řetězce DNA do
RNA. Syntéza řetězce se děje ve směru 5‘-->3‘. RNA polymeráza ale na rozdíl od DNA
polymerázy nevyžaduje k zahájení své činnosti žádný primer a proti adeninu (A) vkládá uracil
(U), takže tymin (T) se v RNA nevyskytuje. Transkripce trpí proti replikaci větší chybovostí,
což ale může buňka tolerovat, protože odchylky v transkriptech RNA nevedou k dědičnému
ovlivnění genetické informace.
2.5.4 Chromozomy a organizace chromatinu
V somatických buňkách člověka dosahuje souhrnná délka molekul DNA v dekondenzovaném
stavu přibližně 2 m. Veškerá DNA musí být přitom funkčně sbalena do buněčného jádra o
průměru pouze asi 10 µm. Tento nelehký úkol může být splněn pouze hierarchickou
organizací chromatinu do vyšších struktur (obr. 2.8). První stupeň spiralizace DNA realizují
histony, které obsahují převážně pozitivně nabité aminokyseliny (Arg a Lys), a proto se
elektrostaticky vážou k negativně nabitým fosfátům DNA. Na zásadní důležitost struktury
histonů ukazuje už i sama konzervativnost histonových genů, které jsou prakticky totožné pro
všechna eukaryota26
. Rozlišujeme 5 typů histonů: H1, H2A, H2B, H3 a H4, které spolu s
DNA tvoří nukleozomy – základní jednotky chromatinu. Každý nukleozom se sestává z
okatameru tzv. korových histonů, přesněji jednoho tetrameru (H2A/H2B)2 a dvou dimerů
H3/H4, kolem kterých se obtáčí přibližně dvě otáčky DNA. Histon H1, tzv. spojovací histon,
pak spíná jednotlivé nukleozomy jako svorka. Nukleozomové vlákno dosahuje tloušťky 10
nm a pro svůj vzhled v elektronovém mikroskopu ho často nazýváme jako „korálky na niti“.
Tato struktura je patrně charakteristická pro transkripčně aktivní geny (zejména tedy
euchromatin) v interfázním jádře. S pomocí histonu H1 se 10 nm vlákno dále spiralizuje do
podoby tzv. solenoidu s přibližně 6 nukleozomy na otočku a průměrem 30 nm. Tento stupeň
kompakce chromatinu předpokládáme u transkripčně neaktivních genů (heterochromatin),
byly však navrženy i jiné modely. Další, ještě více diskutované organizační struktury, se
vytvářejí při formování chromozomů během mitózy a meiózy. Solenoidní vlákno se postupně
                                                            
25
Kódující řetězec (pozitivní, paměťový) DNA je nositelem genetické informace a má stejnou sekvenci jako
nově syntetizovaný řetězec RNA s tím rozdílem, že obsahuje tymin (T) tam, kde je v RNA uracil (U).
26
Podobné histony se navíc vyskytují také u archeí.
uspořádává do smyček vyšších řádů, patrně připevněných k proteinovému lešení. Nejdříve se
formuje chromatinová struktura o průměru 300 nm, jejímž dalším skládáním vzniká
chromatida, silná 600 až 700 nm.
Obr. 2.8 Struktura chromatinu
http://ib.bioninja.com.au/standard-level/topic-3-genetics/32-chromozomes/eukaryote-genetics.html
Stavba chromozomů a karyotyp člověka
Jaderné chromozomy představují materiální nosiče naprosté většiny genetické informace
eukaryot, jen její nepatrná část se nachází ještě v mitochondriích a u některých organizmů,
například rostlin a řas, i v plastidech. Mitochondrie a plastidy však obsahují chromozomy
kruhové, podobné těm prokaryotickým. Dle velikosti dělíme lidské jaderné chromozomy do 7
skupin (A–G), přičemž základní struktura chromozomů je patrná z obr. 2.9. Každý metafázní
chromozom se skládá ze dvou chromatid spojených v místě primárního zúžení (konstrikce)
centromerou.
Centromera rozděluje chromatidu na krátké (p) a dlouhé (q) raménko, je tvořena
repetitivními sekvencemi (u člověka α-satelitní DNA) a její úloha spočívá především
ve zprostředkování rozchodu chromatid do dceřiných buněk. V centromerickém chromatinu je
histon H3 nahrazen proteinem CENP-A, který reprezentuje signál pro vazbu kinetochoru,
jehož prostřednictvím se chromozomy napojují na mikrotubuly dělícího vřeténka. S ohledem
na umístění centromery rozlišujeme chromozomy metacentrické (centromera téměř
uprostřed chromozomu, raménka p- a q- přibližně stejně dlouhá), submetacentrické
(centromera mezi středem a koncem chromozomu, raménka p- a q- délkově odlišená) a
akrocentrické (centromera blízko jednoho z konců, velký nepoměr v délce ramen). Krátká
raménka akrocentrických chromozomů zakončují tzv. organizátory jadérka (NOR), jež
obsahující mnohonásobné kopie genů pro ribozomální RNA a od zbytku chromatid je
odškrcuje tzv. sekundární konstrikce.
Obr. 2.9 Struktura metafázního chromozomu
Na úplném konci všech chromozomů nacházíme další důležité struktury – telomery (řecky
telos = zakončení a merοs = část). Jsou to specifické sekvence DNA27
organizované do
kvadruplexní struktury, jež tvoří komplexy spolu s proteiny, jakési čepičky, jež chrání konce
                                                            
27
u obratlovců tvořené například opakujícím se hexamerem (TTAGGG)n
lineárních chromozomů. Bez telomer by byly totiž volné konce chromatid rozpoznávány
reparačními enzymy jako dvouřetězcové zlomy DNA, což by ve snaze o jejich opravu vedlo
k fúzím mezi chromozomy, genomické nestabilitě a následně smrti buňky nebo její nádorové
transformaci. Ani telomery však nedokážou lineární chromozomy stabilizovat trvale. Na
rozdíl od cirkulární DNA nejsou totiž konce lineární DNA v somatických buňkách nikdy
zcela doreplikovány, takže se telomery postupně zkracují. V pohlavních buňkách délku
telomer obnovuje telomeráza, tj. specifická RNA-dependentní DNA polymeráza, která
dokáže doplnit nukleotidové sekvence i na konce chromozomů. V somatických buňkách se
ale tento enzym přirozeně neexprimuje28
. Aby se zabránilo neblahým následkům absence
telomer, přecházejí buňky po určitém počtu dělení (Hayflickův limit) do tzv. senescence,
případně umírají programovanou buněčnou smrtí (apoptózou). Senescentní buňky sice dále
přežívají, nemohou se však dělit.
Další charakteristický rys chromozomů představuje periodické střídání různě velkých oblastí
heterochromatinu a euchromatinu podél délky chromatid, jež se po obarvení chromatinu
speciálními cytogenetickými technikami projeví jako pruhování. Každý chromozom má
přitom svůj specifický pruhovací vzorec. Z praktického hlediska je tento vzorec užitečný pro
studium strukturních a numerických aberací chromozomů. S vyšší precizností mohou být
chromozomy pruhovány s využitím moderních molekulárně genetických technik, například
různých aplikací fluorescenční in situ hybridizace (FISH), zejména tzv. mnohobarevného
pruhování (mBAND či M-BAND). Zde však mechanizmus pruhování záleží na
komplementaritě DNA sond a chromozomálních sekvencí, nikoliv na strukturních
rozdílnostech euchromatinu a heterochromatinu jako u cytogenetických přístupů.
Ve většině typů buněk člověka29
nalézáme 23 párů chromozomů (obr. 2.10), přičemž jeden
párový chromozom pochází vždy od otce a druhý od matky. Dvacet dva párů představují
nepohlavní chromozomy (autozomy), jeden pár chromozomy pohlavní (gonozomy). U ženy
se vyskytují dva homologické gonozomy X, u muže jeden gonozom X a jeden Y. Normální
karyotyp30
člověka tedy zapisujeme jako 46,XX (žena) nebo 46,XY (muž). U žen je v časné
fázi embryonálního vývoje jeden z chromozomů X inaktivován v rámci kompenzace genové
                                                            
28
K reaktivaci telomerázy však často dochází v nádorových buňkách, což vede k jejich imortalizaci.
29
Výjimku představují třeba bezjaderné červené krvinky a haploidní pohlavní buňky.
30
Pojmem karyotyp označujeme soubor všech chromozomů v buňce. Karyotyp je charakteristický pro daný
biologický druh a pohlaví (např. 46,XY u muže). U jednotlivců může nicméně z různých příčin (vrozené vývojové
vady, nádorové bujení) docházet ke změnám od normálního karyotypu. Tyto odchylky se mohou týkat všech buněk
jedince nebo jen jejich frakce. V tomto případě pojem karyotyp používáme i k popisu těchto odchylek. Například 
karyotyp pacientů s Downovým syndromem (se třemi chromozomy 21) je 47,XY,+21. Existují-li v rámci
organizmu dvě nebo více buněčných linií s rozdílným karyotypem, mluvíme o tzv. mozaicizmu.
dávky (lyonizace) a v buněčném jádře ho pozorujeme jako tzv. Barrovo tělísko. Tato
inaktivace probíhá náhodně, takže není předem zřejmé, zda postihne chromozom pocházející
od otce nebo od matky.
Obr. 2.10 Karyogram31
(vlevo) a ideogram32
(vpravo) člověka
https://slideplayer.cz/slide/4871372/16/images/31/Karyotyp+%C5%BEeny+46,XX+%E2%80%93+G+pruhy.jpg
http://luisbilogia.blogspot.com/2007/04/ nebo podle CANCER GENOMICS & PROTEOMICS 10:19-26 (2013)
Interfázní buněčné jádro
Aby mohl chromatin v tomto období vykonávat své funkce, nemůže být zdaleka tak
kondenzovaný jako mitotické chromozomy. Vysoká kondenzace chromatinu během mitózy
vyhovuje bezpečné separaci chromozomů do dceřiných jader, neumožňuje však přístup
proteinových komplexů k DNA, čímž brání průběhu transkripce, replikace a reparace. Po
průchodu mitózou proto chromozomy silně dekondenzují, stále si však zachovávají svou
identitu ve formě organizovaných chromozomálních teritorií. Stupeň dekondenzace
chromatinu odpovídá jeho genetické aktivitě. V interfázním jádře obarveném barvivy DNA
tak můžeme pozorovat „mozaiku“ různě silně obarvených oblastí. Zjednodušeně můžeme
dekondenzované a málo obarvené domény identifikovat s transkripčně aktivním
euchromatinem a kondenzované domény poskytující silný signál naopak
s heterochromatinem, který jen zřídka obsahuje kódující sekvence nebo dokonce intenzivně
transkribované geny. Heterochromatin zaplňuje především periferní oblast jádra podél jaderné
membrány a kolem jadérka, euchromatin pak recipročně zejména části centrálnější. Prostor
jádra, který není vyplněn chromatinem, nazýváme jako interchromatinový prostor a
můžeme ho přirovnat k systému kanálků a lagun s proudící nukleoplazmou a nespočetnou
řadou různých proteinů a molekul RNA. Vědci navrhují mnoho modelů popisujících
organizaci a chování chromatinu v interfázním jádře, z nichž každý vystihuje pouze určitá
experimentální pozorování a organizačně-funkční aspekty. Problematika architektury
buněčného jádra tak zůstává stále aktuální. Důležitou úlohu ve fungování buněčného jádra
hraje nejen organizace ale i dynamika chromatinu v prostoru a čase.
                                                            
31
Karyogram = uspořádaná vizualizace karyotypu s chromozomy seřazenými podle jejich velikosti a struktury.
32
Ideogram = grafické znázornění karyotypu, například podle pruhování G.
2.5.5 Fluorescenční in situ hybridizace (FISH)
Fluorescenční in situ hybridizace (FISH) významně přispěla k poznání struktury a funkce
chromozomů a často ji využíváme nejen v základním (radio)biologickém výzkumu ale také
jako důležitý diagnostický nástroj v klinické praxi. Jedná se o molekulárně genetickou
metodu, založenou na schopnosti cíleně připravených DNA sond hybridizovat
s komplementárními sekvencemi DNA v lidském genomu (obr. 2.11). Fluorescenčně
značenou sondu a molekuly DNA ve vzorku buněk nejprve denaturujeme za vzniku
samostatných řetězců DNA. Přidáme-li nyní sondu ke vzorku, váže se ke komplementárním
oblastem chromatinu, ať už v interfázním buněčném jádře nebo na mitotických
chromozomech. Sondy lze cílit na nejrůznější chromatinové nebo chromozomové struktury –
specifické geny nebo i jejich části, centromery, telomery, chromozomální raménka, případně i
celé chromozomy. Zkoumané vzorky zahrnují například kultivované buňky a nejrůznější
klinický materiál – kostní dřeň, periferní krev, moč, řezy tkání fixované ve formolu a zalité
v parafinu, otisky tkání atd. Zásadní výhodou FISH je, že nám dovoluje kvalitativně i
kvantitativně charakterizovat chromatin v intaktních buněčných jádrech. To znamená, že jsme
pomocí fluorescenční mikroskopie a FISH schopni analyzovat nejen detailní změny struktury
a počtu mitotických chromozomů, ale také architekturu a dynamiku chromatinu v interfázi.
V interfázním jádře můžeme například studovat, jak se mění různé topologické a další
strukturální parametry chromatinu (chromozomálních teritorií, genů apod.) v závislosti na
transkripci, replikaci, reparaci DNA, životních podmínkách buněk nebo jejich fyziologickém
či patologickém stavu atd. FISH může proto kromě diagnostických výsledků poskytnout i
neocenitelná data o vztahu mezi nejrůznějšími procesy v buněčném jádře, jejich
mechanizmem a stavem buňky. Dnes se FISH rutinně používá zejména v onkologické a
genetické diagnostice, ale také v radiobiologii. Nabízí například řešení otázky, jak souvisí
mechanizmus tvorby chromozomálních aberací s fyzikálními parametry ionizujícího záření,
strukturou chromatinu a architekturou interfázního buněčného jádra.
FISH má mnoho technologických variací či aplikací, které se neustále rozvíjejí. Imuno-FISH
kombinuje FISH s imunofluorescenčním značením proteinů, čímž poskytuje vhled do světa
interakcí specifických oblastí genomu s různými proteiny, a tudíž i lepší porozumění jaderné
architektuře a mechanizmům vitálních procesů. Nedocenitelný význam mají pro radiobiologii
metody mnohobarevné FISH (mFISH) a mnohobarevného pruhování chromozomů
(mBAND), které bezprecedentně zdokonalují analýzu strukturních i numerických aberací
chromozomů. Při mFISH (a také spektrálním karyotypování, SKY) vizualizujeme každý
pár homologických mitotických chromozomů nebo jejich interfázních teritorií jiným
fluorochromem (nebo jejich kombinací). Můžeme tak snadno identifikovat a kvantifikovat
nejrůznější, byť i velmi komplexní výměny chromatinu mezi chromozomy. Mnohobarevné
pruhování pak představuje obdobu mFISH, sondy jsou však navrženy tak, aby namísto
barvení jednotlivých chromozomů detailně napruhovaly konkrétní chromozom – lze tak
odhalit i drobné intrachromozomální přestavby. Technologický zlom by mohla přinést tzv.
COMBO-FISH (Combinatorial Oligo FISH), jež v současné době podléhá intenzívnímu
rozvoji. Namísto dlouhých DNA sond pracuje se soubory krátkých oligonukleotidů nebo
fragmentů PNA (peptidová nukleová kyselina), které za určitých okolností hybridizují s DNA
i bez nutnosti její denaturace (např. pomocí tzv. Hoogsteenova párování bází). Díky tomu a
vzhledem ke své malé velikosti nenarušují COMBO-FISH sondy strukturu chromatinu tak,
jak se tomu děje při běžné FISH. COMBO-FISH (a případně Immuno-COMBO-FISH) je
navíc dobře kompatibilní se super-rozlišovací mikroskopií a v budoucnu by tak mohla přinést
mnohem detailnější informaci o struktuře chromatinu. Svatým grálem buněčné biologie je pak
možnost vizualizace specifických oblastí chromatinu v živých buňkách, což není na rozdíl od
vitálního značení proteinů doposud možné. Tím, že se COMBO-FISH obejde bez denaturace,
nezdá se nyní ani tento dříve utopický cíl nedosažitelný.
Obr. 2.11 Základní princip metody fluorescenční in situ hybridizace (FISH)
2.6 Buněčný cyklus a dělení buněk
2.6.1 Buněčný cyklus
Během svého života prožívá buňka několik cyklicky se opakujících etap, lišících se stavem
buňky a završených jejím rozdělením na buňky dceřiné. Celé této periodicky se opakující
sekvenci buněčných stavů říkáme buněčný cyklus (obr. 2.12). Každá fáze buněčného cyklu
má pro život buňky svůj specifický a nenahraditelný význam. Buňky se smí proto rozdělit, jen
když je k tomu důvod a průchod cyklem striktně regulují. Tato přísná kontrola zajišťuje, aby
k dělení docházelo pouze tehdy, obdrží-li k tomu buňka příslušné signály ze svého nitra i
okolní tkáně. Pro postup do další životní fáze pak musí buňka splnit i řadu dalších podmínek,
například nesmí obsahovat poškozenou DNA. Vše ověřují tzv. kontrolní body (cell cycle
checkpoints), které se vyskytují na konci každé fáze buněčného cyklu a někdy i v jejich
průběhu. Prostřednictvím aktivace kontrolních bodů se buňka snaží vyhnout nadměrné
proliferaci, genomické nestabilitě a nádorové transformaci. Jeden buněčný cyklus můžeme
tedy definovat jako koordinovanou a přísně regulovanou souslednost buněčných procesů
probíhajících v buňce od momentu jejího zrodu do vzniku potomstva, přičemž délka cyklu se
výrazně liší podle typu buněk a podmínek prostředí. Některé buňky se nedělí prakticky vůbec
(nervové a svalové), jiné jednou za rok (např. jaterní) a další i několikrát denně (např.
výstelky střev či některé prekurzorové buňky v kostní dřeni).
Proces buněčné proliferace (cytokineze) je bezpodmínečně spojený se zdvojením jádra.
Období buněčného cyklu, ve které se jádro dělí, označujeme jako M fázi (mitóza nebo
meióza), periodu mezi M fázemi potom jako interfázi. Interfáze zaplňuje asi 90 % celého
buněčného cyklu a pozorujeme během ní několik funkčních etap – fázi G0 (anglicky gap),
presyntetickou fázi G1, syntetickou fázi S (synthetic) a postsyntetickou fázi G2. Během
presyntetické (jinak též postmitotické) fáze G1 se zdvojuje buněčná hmota a probíhá
intenzivní syntéza RNA a proteinů (mj. histonů). Chromozomy se zatím sestávají pouze z
jedné chromatidy a buňka se připravuje na replikaci jaderné DNA v navazující S fázi. G1 fáze
reprezentuje nejdelší a nejvariabilnější období cyklu. V S fázi se množství DNA v buňce
zdvojnásobí, takže každý chromozom od tohoto okamžiku tvoří dvě homologické sesterské
chromatidy. Proběhne-li replikace DNA úspěšně až do konce, vstupuje buňka do fáze G2.
Tuto fázi, zvanou též jako premitotická, charakterizuje syntéza proteinů potřebných pro
sestavení mitotického aparátu a zdvojení počtu buněčných organel. Nyní je buňka připravena
k rozdělení a postupuje z interfáze do mitózy či meiózy. Nemají-li se buňky dále dělit,
přecházejí do fáze G0 (obr. 2.12), kde setrvávají v tzv. stavu kviescence (klid, odpočinek).
Z G0 mohou opět vystoupit a začít se dělit, obdrží-li k tomu patřičné stimuly. Zastavené v G0
fázi nalézáme různé diferencované buňky, například buňky nervové a lymfocyty.
O urychlení, zpomalení, či úplném zastavení buněčného cyklu rozhodují tři hlavní kontrolní
body, které řídí celá řada faktorů. Klíčovou úlohu hrají cykliny, cyklin-dependentní kinázy
(CDK, protienkinázy vyžadující cykliny jako katalytickou podjednotku) a inhibitory CDK
kináz. První kontrolní bod buněčného cyklu se nachází na přelomu fází G1 a S (G1/S
checkpoint), kdy buňka čeká na potřebné mitogenní signály. Pokud tyto signály nedostane,
přechází do fáze G0. V opačném případě pokračuje do S fáze, čímž je již předurčena
k dokončení buněčného cyklu nezávisle na další přítomnosti růstových faktorů. Rozhodnutí o
průchodnosti kontrolního bodu G1/S závisí hlavně na kináze CDK4/6, cyklinu D1, a
proteinech z rodin p16 a p21, které fungují jako inhibitory CDK kináz. Komplex CDK4/6
s cyklinem D1 zvyšuje expresi cyklinu E, který posléze interaguje s CDK2 a otvírá dveře do S
fáze. Druhý regulační uzel leží mezi fázemi G2 a M (G2/M checkpoint) a kontroluje stav
DNA po replikaci. Buňka před vstupem do mitózy ověřuje, zda během replikace nevznikly
v DNA chyby a zda její duplikace proběhla kompletně. Není-li DNA poškozena, může buňka
přejít do mitózy nebo meiózy (kap. 2.6.2), jinak musí být nejprve opravena. Rozhodují slovo
v iniciaci M fáze má defosforylace komplexů cyklinů B s kinázou CDK1. Poslední kontrolní
bod střeží přechod z fáze M do fáze G1 (M checkpoint nebo spindle-assembly checkpoint)
a na konci metafáze ověřuje správné připojení chromozomů k dělícímu vřeténku, aby mohlo
dojít k jejich správné separaci. Segregační proces pak zahrnuje celou sérii molekulárních dějů,
odstartovanou rozkladem cyklinu B.
Z hlediska buněčné odpovědi na ozáření musíme ještě zmínit, že buňky s poškozenou DNA
mohou zastavit buněčný cyklus v G1, S nebo G2 fázi. Léze v DNA aktivují protein p53, který
následně stimuluje expresi proteinu p21 (WAF1/Cip1) a jeho prostřednictvím inhibuje
komplexy cyklinů s CDK kinázami (CDK2, CDK1 a CDK4/6). Tím p53 navozuje blok
buněčného cyklu v příslušném kontrolním bodě a poskytuje buňce potřebný čas k reparaci
vzniklých DNA lézí či spuštění apoptózy, je-li poškození neopravitelné. Kontrolní body
buněčného cyklu jsou často nefunkční u maligně pozměněných buněk, a stejně tak i reparační
procesy DNA. Tyto poruchy vedou k nekontrolovanému dělení nádorových buněk a jejich
genomické nestabilitě, zároveň je ale činí více citlivými k činidlům poškozujícím DNA,
včetně ionizujícího záření. Toho využívá chemoterapie i radioterapie nádorových
onemocnění.
Obr. 2.12 Jednotlivé fáze buněčného cyklu a jeho kontrolní body
2.6.2 Dělení buněk
Mitóza
Mitózou rozumíme dělení eukaryotických somatických buněk, při kterém z jedné buňky
mateřské vzejdou dvě buňky dceřiné s diploidním genomem a stejnou genetickou výbavou,
jakou měla buňka rodičovská. V průběhu mitózy rozlišujeme čtyři fáze (obr. 2.13).
V profázi dochází ke kondenzaci a zkracování chromozomů. Zároveň se mezi dvěma
centrozomy na opačných pólech buňky vytváří dělící vřeténko a zaniká jadérko společně s
jaderným obalem (prometafáze). Během metafáze se zdvojené chromozomy rovnají do
ekvatoriální roviny (obr. 2.13, rozdíl proti meióze obr. 2.14) a směřují centromerami do středu
vřeténka. Formuje se seskupení tvaru hvězdy, monoaster. Anafázi zahajuje rozestup
chromatid, takže lze již odlišit dvě sady chromozomů připomínající dvojitou hvězdu (diaster).
Poté chromozomy dále putují směrem k opačným pólům dělícího vřeténka, kterých dosáhnou
v telofázi. Chromozomy soustředěné kolem opačných pólů se despiralizují a hydratují
(dekondenzují), zároveň se obnovuje jadérko. Splýváním váčků endoplazmatického retikula
vzniká jaderná membrána, postupně oddělující nová jádra od cytoplazmy. Posledním krokem
je vlastní cytokineze, v jejímž průběhu se cytoplazma postupně zaškrcuje kontraktilním
prstencem (aktin a myozin), dokud nedojde k úplné separaci dceřiných buněk.
Obr. 2.13 Mitóza a její fáze
Meióza
Meióza, neboli redukční dělení, ve své podstatě spojuje dvě na sebe navazující mitózy.
Během prvního (heterotypického) dělení se na rozdíl od mitózy do dceřiných buněk
nerozchází sesterské chromatidy jednotlivých chromozomů, nýbrž celé homologické
chromozomy. Dceřiné buňky tudíž neobsahují vzájemně ekvivalentní genetickou informaci
v podobě mateřských a otcovských chromatid od každého chromozomu, ale vzájemně opačné
sety homologických chromozomů. Jelikož k separaci homologů dochází náhodně, může
v případě člověka jedna dceřiná buňka obsahovat například 10 chromozomů pocházejících od
matky a 13 od otce, zatímco u druhé dceřiné buňky tomu bude logicky naopak.
Při druhém (homotypickém) dělení už vše probíhá stejně jako u mitózy a do dceřiných
buněk se přesunuje vždy jedna chromatida každého z chromozomů. Díky výše popsaným
procesům se redukuje počet chromozomů na haploidní sadu, a meióza tak představuje způsob
buněčného dělení, kterým jsou produkovány pohlavní buňky (gamety). Meióza proto
umožňuje pohlavní rozmnožování založené na splynutí pohlavních buněk rodičů v diploidní
zygoty.
Z uvedeného plyne, že se při meióze rekombinují otcovské a mateřské dědičné vlohy
prostřednictvím segregace homologických chromozomů. Párové alely na homologických
chromozomech se od sebe oddělí, a každá gameta vlastní pouze alelu mateřského nebo
otcovského původu. Ani promixování otcovských a mateřských chromozomů samo o sobě
však nedokáže zajistit takovou genetickou variabilitu gamet, jakou skutečně pozorujeme.
Pokud by mitóza probíhala jen tak, jak jsme si popsali, produkovali by se při ní 4 gamety,
z nichž by však dvě a dvě byly stejné. Navíc by se konkrétní sestava alel genů nacházejících
se na jednom chromozomu dědila vždy beze změny jako celek. Ke genetické rozmanitosti
gamet nicméně přispívá i tzv. crossing-over, ke kterému dochází během párování
homologických chromozomů ještě před prvním meiotickým dělením. Při crossing-overu spolu
homology rekombinují, neboli si vzájemně vyměňují náhodné úseky chromatinu. Ve
výsledku obsahuje každá z chromatid jinou kombinaci fragmentů původně čistě mateřského a
otcovského chromozomu. Po proběhnuvším crossing-overu se tedy geneticky liší i sesterské
chromatidy jednoho chromozomu, takže jejich separací při druhém meiotickém dělení
vznikají čtyři unikátní gamety s novými kombinacemi alel.
Obr. 2.14 Srovnání mitotického (A) a meiotického (B) dělení buněk
V průběhu meiózy můžeme během prvního i druhého dělení identifikovat specifická stádia
jako v mitóze. Na rozdíl od mitózy se však během první profáze vzájemně párují homologické
chromozomy, které se následně vyrovnávají do ekvatoriální roviny proti sobě. K dělícím
vřeténkům na opačných koncích buňky se nepojí jednotlivé chromatidy nýbrž celé homologní
chromozomy. Profáze prvního dělení se ještě dělí na leptotene (chromozomy začínají
kondenzovat), zygotene (kondenzace pokračuje, homology vytvářejí synapse –
synaptonemální komplex), pachytene (mj. probíhá crossing-over), diplotene (homology se
oddělují, překřížená místa jsou patrná jako tzv. chiazmata) a diakinezi (homology se
rozcházejí, dochází k terminaci chiazmat jejich přesunem na konce chromozomů a rozpadá se
jaderná membrána).
2.7 Buněčná smrt – apoptóza
Vzhledem k důležitosti z hlediska radiobiologie zmiňme na závěr našeho povídání o buňce
ještě dva základní způsoby, jimiž buňka zaniká – apoptózu a nekrózu (autofagii zde vzhledem
k omezenému prostoru, přestože neoprávněně, opomíjíme). Staří Řekové používali slovo
apoptosis pro podzimní padání listů ze stromu, v biologii tak proto trochu metaforicky
označujeme proces programované buněčné smrti. Při apoptóze umírá konkrétní buňka vlivem
působení složité kaskády proteolytických enzymů, kaspáz33
, aniž by došlo k poškození
okolních buněk. Apoptóza představuje aktivní proces spojený s expresí specifických genů a
spotřebou ATP. Proto pro apoptózu používáme často i termín buněčná sebevražda. V každém
případě se jedná o postupný, vícestupňově řízený proces. Signály pro apoptózu vycházejí
z buňky samotné nebo z jejího okolí, například od imunitního systému. V ozářených buňkách
je apoptóza iniciována zejména přítomností neopravených nebo neopravitelných lézí DNA.
Impulz ke spuštění apoptózy může přijít přes tzv. receptory smrti situované
v cytoplazmatické membráně (vnější dráha) nebo z mitochondrií (vnitřní dráha). Na
apoptickém signalizování se ale podílejí i jiné organely – endoplazmatické retikulum
(uvolnění Ca2+
), lyzozomy (uvolnění lytických enzymů) a samozřejmě buněčné jádro
                                                            
33
Kaspázy = anglicky Caspases – Cysteine ASpartate ProteASES nebo též Cytosolic Aspartate-Specific cystein
Proteases.
(aktivace p53, kyslíkové radikály, proteinkinázy). S ohledem na poškození DNA hraje
zásadní roli protein p53, který považujeme za hlavního strážce buněčného genomu. Není-li
s DNA vše v pořádku, zastaví protein p53 buněčný cyklus, čímž poskytne čas k její opravě.
Pokud však vyhodnotí poškození jako příliš závažné, iniciuje transkripci proapoptických
proteinů. Tyto proteiny ve spolupráci s dalšími zmíněnými nitrobuněčnými signály (Ca2+
,
volné radikály) naruší permeabilitu mitochondriálních membrán, což se projeví bobtnáním
zvrásněné vnitřní membrány, rupturou mitochondrií a vylitím cytochromu C a dalších
proapoptických proteinů (Diabolo, AIP) do cytoplazmy. Uvolněné mediátory následně
aktivují kaspázy, které se v buňce doposud vyskytovaly jen jako neaktivní prokaspázy a které
reprezentují vlastní vykonavatele apoptózy. V případě vnější cesty jsou prokaspázy
konvertovány na kaspázy přímo aktivovanými receptory smrti. Kaspázy poté začínají štěpit
stovky buněčných cílů, přičemž stimulují k činnosti i další destrukční enzymy. Tím apoptóza
přechází do ireverzibilní fáze. Fragmentaci podléhá mj. jaderná DNA a cytoskelet (laminy),
následkem čehož se apoptická buňka scvrkává a na jejím povrchu se tvoří bublinovité útvary
(blebs). Zároveň se mění struktura cytoplazmatické membrány – na její vnější povrch se
přemisťuje fosfatidylserin, jež představuje tzv. eat-me signál, označující apoptické buňky (a
jejich zbytky) pro eliminaci imunitním systémem. V konečné fázi apoptózy se buňky
rozpadají na apoptická tělíska, která jsou fagocytována makrofágy či okolními buňkami.
S apoptózou se setkáváme v souvislosti s fyziologickými i patologickými procesy.
Nezastupitelnou roli hraje v průběhu prenatálního vývoje člověka, při formování tkání a
orgánových soustav. Konkrétním příkladem může být třeba oddělení jednotlivých prstů na
rukou a nohou. Apoptózou se organizmus zbavuje mj. buněk zbavených kontaktu s ostatními
buňkami, infikovaných buněk a buněk nádorových. Nádorové buňky však často získávají
schopnost apoptóze uniknout.
Alternativně mohou ozářené buňky zmírat nekrózou, ke které dochází v důsledku působení
vnějších faktorů na buňku, třeba vlivem infekce nebo mechanického či chemického
poškození. Při nekróze se na rozdíl od apoptózy objem buňky zvětšuje, praská
cytoplazmatická membrána a vnitřní obsah buňky se vylévá do okolí. Nekróza proto obvykle
vede k rozvoji zánětu. Nekrózou umírají například buňky vystavené vysokým dávkám
ionizujícího záření, které kromě DNA poškodí závažným způsobem i proteiny, membrány a
buněčné organely.
Základní literatura
1. SNUSTAD, D. P.; SIMMONS, M. J. Genetika. Brno: Masarykova univerzita, 2017. ISBN
978-80-210-8613-5.
2. ROSYPAL, S. Nový přehled biologie. Praha: Scientia, 2003. ISBN 80-7183-268-5.
3. ROSYPAL, S. et al. Úvod do molekulární biologie. Díl první. Brno: Stanislav Rosypal,
1998. ISBN 80-902562-0-1.
4. ROSYPAL, S. et al. Úvod do molekulární biologie. Díl druhý. Brno: Stanislav Rosypal,
1999. ISBN 80-902562-1-X.
5. ROSYPAL, S. et al. Úvod do molekulární biologie. Díl třetí. Brno: Stanislav Rosypal,
2000. ISBN 80-902562-2-8.
6. ROSYPAL, S. et al. Úvod do molekulární biologie. Díl čtvrtý. Brno: Stanislav Rosypal,
2002. ISBN 80-902562-4-4.
7. ALBERTS, B.; BRAY, D.; JOHNSON, A.; LEWIS, J.; RAFF, M.; ROBERTS, K.;
WALTER, P. Základy buněčné biologie – Úvod do molekulární biologie buňky. Ústí nad
Labem: Espero Publishing, 2005. ISBN 80-902906-2-0.
8. CAMPBELL, N. A.; REECE, J. B. Biologie. Brno: Computer Press, 2006. ISBN 80-251-
1178-4.
9. VOET, D.; VOETOVÁ, J. G. Biochemie. Praha: Victoria Publishing, 1990. ISBN 80-
85605-44-9.
10. GARCÍA GÓMEZ-TEJEDOR, G., FUSS, M. Radiation damage in biomolecular systems.
London New York, Springer Dordrecht Heidelberg, 2012. ISBN 978-94-007-2563-5.
   
3 Účinky ionizujícího záření na subcelulární a celulární úrovni,
mechanizmy reparace DNA
3.1 Interakce ionizujícího záření s biologickými systémy
Interakce buněk s ionizujícím zářením začíná stejnými fyzikálními procesy a řídí se stejnými
fyzikálními zákony jako u hmoty neživé, tj. přenosem energie záření na atomy a molekuly
biologického systému. I v ozářených buňkách tedy nejprve dochází k ionizaci a excitaci
atomů. Specifikem živých organizmů je až jejich biochemická a biologická odpověď, na
kterou se v této kapitole zaměříme především.
Již samotný název ionizujícího záření napovídá, že jde o záření, jehož kvanta mají
dostatečnou energii k ionizaci atomů, tj. odtržení elektronů z jejich elektronového obalu. Ve
vodném prostředí (cytoplazma) je k tomuto zapotřebí minimálně 33 eV, což odpovídá
vlnovým délkám kratším34
, než přísluší ultrafialovému záření (přibližně <40 nm).
Z biofyzikálního hlediska stojí za to zdůraznit, že ve srovnání s jinými formami energie je
energie ionizujícího záření nezbytná k poškození či dokonce usmrcení člověka relativně velmi
malá. Například při celotělové expozici 10 Gy (10 J.kg-1
) záření gama, tj. dávce, která již
vyvolává smrtelnou formou nemoci z ozáření, předá záření člověku o hmotnosti 80 kg pouze
800 J. Přitom třeba k ohřátí 1 l vody o 1 °C potřebujeme 4180 J, tj. energii více než 4x větší.
Zmíněná dávka 10 Gy u člověka zvýší tělesnou teplotu pouze o 0,002 °C, přesto však vyvolá
smrt. Biologickou účinnost ionizujícího záření proto nemůžeme vysvětlit pouze množstvím
předané energie. Avšak ani zohlednění charakteru energetického přenosu, tj. koncentrovaného
uvolnění vysokoenergetických kvant v malém objemu buňky, neposkytuje úplné ozřejmění
problému. To vedlo k postulování tzv. terčové teorie, jež počítá s existencí obzvlášť citlivého
terče uvnitř buňky, jehož zasažení je pro buňku kritické a potenciálně vede k smrti celé
buňky. Následně se podařilo tento terč identifikovat s buněčným jádrem, respektive určitými
lokusy jaderné DNA.
Z hlediska podstaty probíhajících dějů lze interakce záření s buňkou rozdělit do několika
základních fází35
. Iniciální fyzikální stádium trvá jen velmi krátce, od 10-18
do 10-14
s, a
                                                            
34
Vztah mezi energií fotonu a vlnovou délkou popisuje rovnice E = h*f = h*c/λ; E = energie fotonu, f = frekvence,
h = Planckova konstanta a λ = vlnová délka.
35
 Dále nastíněné dělení procesů v ozářených buňkách je nicméně pouze ilustrativní a do značné míry závislé na
zdrojové literatuře. Totéž platí i o dobách trvání jednotlivých fází. 
můžeme ho charakterizovat kaskádami ionizací. Primární záření a následně i elektrony
vyražené z atomů primárním zářením36
ionizují a excitují velké množství dalších atomů.
Absorpce 1 Gy záření dokáže vyvolat řádově až 105
ionizací v každé buňce. Jinými slovy,
fyzikální fáze představuje období, kdy atomy a molekuly biologického systému absorbují
energii záření. Následně se rozvíjejí procesy fyzikálně-chemické (10-14
až 10-10
s), chemické,
biochemické (od tisícin sekund do několika sekund) a biologické (sekundy až desetiletí).
Fyzikálně-chemické stádium vyplňují vzájemné interakce mezi vytvořenými ionty
a okolními molekulami za produkce volných radikálů a dalších reaktivních agens, například
peroxidu vodíku. Během chemického a biochemického stádia pak mezi sebou reagují
přítomné reaktivní radikály, např. z H●
a OH●
vzniká za přítomnosti kyslíku O2, H2 a H2O2.
Vzájemnou rekombinací radikálů některé z nich zanikají (H●
a OH●
opět tvoří vodu),
nezrekombinové radikály a další reaktivní molekuly však napadají okolní biomolekuly, ve
kterých generují nejrůznější léze, popsané v dalších statích této kapitoly. Na biochemické
stádium plynule navazuje stádium biologické. Poškozené biomolekuly vyvolávají
patofyziologické změny ve fungování buněk, které v závislosti na rozsahu poškození
bezprostředně umírají (okamžitá interfázní smrt), nebo přežijí a aktivují komplexní odpověď
buňky na ozáření. Cílem této odpovědi je pozastavit buněčný cyklus a poskytnout buňce čas
pro opravu DNA a případně i dalších buněčných struktur (membrán apod.). Pokud se však
léze DNA nepodaří odstranit, přecházejí poškozené buňky do senescence nebo iniciují
apoptické sebevražedné pochody37
, aby předešly (u mnohobuněčných organizmů) rozšíření
genetického poškození do potomstva. Alternativně mohou buňky vstoupit do mitózy
s nedoopravenou DNA a zemřít následkem mitotické katastrofy (kap 3.4.4). Smrt buněk
vystavených vysokým dávkám ionizujícího záření a genetické změny buněk přežívajících
nižší expozice se následně různým způsobem (kap 3.4.1 a 3.4.2) projevují na úrovni tkání,
orgánů a posléze i celého organizmu. Z pohledu člověka se tak biologické stádium postupně
transformuje do stádia medicínského. Zdravotní následky ozáření se projevují jako akutní ale
i pozdní, přičemž doba latence nezřídka trvá až desítky let.
Přímý a nepřímý účinek ionizujícího záření
S výjimkou neutronů nemůže ionizující záření pronikat do atomových jader. Fotony,
elektrony, protony a těžší elektricky nabité částice proto narušují v zasaženém atomu pouze
                                                            
36
 respektive protony a fragmenty buněčných jader v případě neutronového záření 
37
Apoptóza = geneticky naprogramovaná buněčná smrt u mnohobuněčných organizmů. Na rozdíl od nekrózy
nevyvolává ve tkáni zánět.
jeho elektronový obal. Tím ionizují a destabilizují molekuly. Záření ionizuje jednak
biomolekuly samotné, jednak prostředí, ve kterém se vyskytují. Pro biologické systémy je
tímto prostředím voda, z níž se převážně skládají. Ionizuje-li záření vlastní biomolekuly a
přímo je poškozuje, mluvíme o tzv. přímém účinku ionizujícího záření. Biomolekuly
mohou být v tomto případě ionizovány samotným zářením primárním nebo sekundárními
produkty jeho interakce s hmotou, zejména tzv. delta elektrony vyraženými z okolních
molekul. Přijetí kvanta záření biomolekulou a její ionizace vede následně k chemické změně a
případně i ovlivnění biologické aktivity této biomolekuly. Přímý účinek ionizujícího záření
(Obr. 3.1) tak ze své podstaty představuje fyzikální, případně fyzikálně-chemický proces, při
kterém ionizace a excitace narušují chemické vazby mezi atomy v biomolekulách důležitých
buněčných komponent.
Nepřímý účinek záření spočívá v ionizaci média a poškození biomolekul až sekundárně,
prostřednictvím volných radikálů a dalších reaktivních agens generovaných radiolýzou vody
(H●
, OH●
, H+
, OH,
H2O2, eaq
atd.)
(Obr. 3.2). Při nepřímém účinku (Obr. 3.1) jde tedy o
narušování biomolekul chemickou cestou. Vzhledem ke krátké životnosti volných radikálů
(cca. 10-10
s) mohou být nebezpečné pouze ty, které se zrodí v bezprostřední blízkosti (2–3
nm) potenciálně atakované biomolekuly. Nacházejí-li se buňky v okysličeném prostředí, tvoří
se v nich za jinak stejných podmínek i některé další radikály a radikály obecně vznikají ve
větším množství, zejména pak HO2
●
a O2
●.
(B●
+ O2 → BO2
●
; e+
02 → O2
●;
H●
+ O2 →
HO2
●
↔ H+
+ 02
●).
Tento jev nazýváme jako kyslíkový efekt. Popsaný fenomén je
významný např. v radioterapii, jelikož hypoxické nádory odpovídají na léčbu hůře, než nádory
dobře prokrvené a tudíž prokysličené.
Obr. 3.1 Přímý (nahoře) a nepřímý (dole) efekt ionizujícího záření
Příspěvek přímého a nepřímého efektu k poškození biomolekul se významně liší v závislosti
na typu ionizujícího záření. Zatímco ionizující záření gama nebo X (s malou hustotou
ionizace, tj. nízkým lineárním přenosem energie, LET38
) narušuje funkci biomolekul
především prostřednictvím nepřímého efektu, hustě ionizující záření (např. urychlené ionty s
vysokým LET) účinkuje z velké části přímo. Tento rozdíl vyplývá z různého charakteru
depozice energie zářením. Experimentálně lze příspěvek přímého a nepřímého efektu
k radiobiologickému účinku ionizujícího záření stanovit například porovnáním přežívání
                                                            
38
LET, lineární přenos energie – střední energie předaná látce zářením na jednotkové dráze letu částice; základní
jednotkou je J.m-1
, v radiobiologii se ale častěji setkáme s praktičtější jednotkou keV.µm-1
.
buněk ozářených v přítomnosti a nepřítomnosti dimethylsulfoxidu (DMSO), který funguje
jako vychytávač volných radikálů. Pro záření s nízkým LET (gama a X) bylo prokázáno, že
přibližně 60 % dvouřetězcových zlomů DNA vzniká prostřednictvím nepřímému efektu. Pro
hustě ionizující záření tato hodnota výrazně klesá, např. na 32 % pro urychlené ionty s LET =
2106 keV/μm.
Obr 3.2 A: Produkce kyslíkových radikálů (ROS) a dalších reaktivních produktů radiolýzy vody v ozářených
buňkách.
B: Přispění kyslíkového efektu k fixaci poškození DNA.
Modifikováno podle: Pouget et al. Antioxidants & Redox Signaling, (2018), DOI:10.1089/ars.2017.7267 a
Bénédicte & Pierre. Frontiers in pharmacology (2012), DOI 10.3389/fphar.2012.00094.
3.2 Radiační poškození biomolekul
Ionizujícím zářením mohou být atakovány všechny typy biomolekul. Z hlediska narušení
funkcí buňky má zásadní význam poškození proteinů, lipidů, RNA a především DNA.
Pozměněná funkce biomolekul se projeví ve fungování vyšších biologických organizačních
celků a nakonec i stavu celého organizmu. Na buněčné úrovni se uvedené poruchy
manifestují okamžitou, mitotickou nebo apoptickou smrtí, přechodem buňky do senescence39
,
konverzí buňky na buňku nádorovou nebo různými fyziologickými dysfunkcemi.
3.2.1 Poškození proteinů
Proteiny jsou výkonné a stavební složky buňky participující na zajišťování všech jejích
činností. Patří mezi ně důležité signální molekuly, nejrůznější enzymy, strukturní proteiny,
transportní proteiny membrán atd. Poškození proteinů může mít proto pro buňku fatální
dopad. Zdá se ale, že se projevuje až při extrémním ozáření, jelikož většinu typů proteinů
obsahuje buňka ve velkém množství a mnohé z nich odolávají značným dávkám záření.
Například k inaktivaci izolovaných restrikčních enzymů40
HindIII a PvuII dochází až po jejich
vystavení několika stům Gy záření gama. Inaktivační dávky jednotlivých proteinů se nicméně
značně liší. Patrně mohou být i výrazně nižší, což kromě struktury proteinu záleží i na mnoha
faktorech prostředí. Stále se však pohybujeme v oblasti natolik vysokých expozic, že už i
                                                            
39
Senescence = stav, při němž se buňky již nemohou dále dělit a patrně permanentně zastavují svůj buněčný
cyklus, nicméně nedochází k jejich smrti. Buňka ještě určitý čas vykonává některé své funkce, je však již
fyziologicky pozměněná. Senescence, podobně jako apoptóza, brání přerodu normální buňky v nádorovou.
40
Restrikční enzymy = enzymy štěpící DNA prostřednictvím přerušení fosfodiesterových vazeb obou řetězců;
exonukleázy štěpí DNA postupně od konců řetězce, endonukleázy potom na specificky rozpoznávaných
sekvencích „uvnitř“ řetězce.
mnohem menší dávky naprosto zdecimují DNA a způsobí smrt většiny buněk41
. Při
neletálních dávkách naopak zůstane v buňce vždy dostatek nepoškozených molekul proteinů
na to, aby zajistily její přežití kritické fáze po ozáření. Nebyla-li přitom trvale poškozena
DNA, buňka později nefunkční proteiny odstraní (hydrolýzou proteolytickými enzymy v
proteazomech) a nahradí je novou syntézou bez následků pro její budoucí život. Tímto se
poškození proteinů zásadně liší od poškození DNA, které se přenáší, není-li správně
opraveno, do budoucích generací buněk a ovlivňuje jejich stav a činnost.
Řada recentních studií provedených zejména na prokaryotických organizmech lišících se
svou radiosenzitivitou nicméně naznačuje, že význam radiačního poškození proteinů možná
podceňujeme. Ozáření různých prokaryot stejnou dávkou záření totiž způsobovalo vzájemně
podobný počet kritických změn v DNA těchto organizmů, přesto se jejich přežívání
významně lišilo, a naopak korelovalo se schopností buněk chránit své proteiny před oxidativní
újmou. Toto zjištění patrně znamená, že vysoký antioxidační potenciál některých buněk
dokáže stabilizovat funkce důležitých proteinů. Pravděpodobnými kandidáty se v tomto směru
jeví zejména nízko početné regulační a reparační proteiny, které se podílejí na řízení
buněčných procesů a opravě molekuly DNA po ozáření. Jednou tak možná budeme muset
úloze poškození proteinů přisoudit zásadnější význam už i při relativně nízkých dávkách (od
cca 0,5 Gy).
Proteiny narušuje jak záření samotné, tak zejména ionty OHpocházející
z radiolýzy vody. Ty
mají schopnost odtrhnout vodík z peptidového řetězce, vázat se na aromatické zbytky
aminokyselin a reagovat s atomy síry. Následkem reakcí s ionty OHmohou
proteiny změnit
svou konformaci, což obvykle vede ke změně nebo ztrátě jejich funkce. V závažnějších
případech lze pozorovat až fragmentaci a denaturaci proteinů, projevující se jejich agregací
díky zvýšené hydrofobii. Reakcemi s radikály se navíc „aktivují“ i vlastní proteiny – stávají se
z nich proteinové radikály, které peroxidačně poškozují další proteiny a biomolekuly a
interagují s nimi za vzniku produktů se zcela pozměněnými vlastnostmi. Velmi nebezpečné
jsou zejména proteinové adukty na molekule DNA, které brání její replikaci, transkripci i
reparaci. Radiační poškození proteinů tak může ovlivňovat nejen buněčné procesy
zprostředkovávané samotnými proteiny, ale i dalšími typy biomolekul (zejména DNA).
                                                            
41
Některé buňky snáší opravdu obrovské dávky záření; např. Deinococcus radiodurans toleruje dávky >12 000
Gy, tedy zhruba 3000x více než většina obratlovců. 
3.2.2 Poškození lipidů
Lipidy představují základní stavební jednotky všech buněčných membrán. Mají proto zásadní
význam v prostorovém definování buňky samotné a kompartmentalizaci buněčných organel a
procesů. Lipidy vymezují hranice buňky a zároveň brání pronikání nežádoucích substancí do
jejího nitra. Spolu s membránovými proteiny regulují transmembránový transport iontů a
mnoha dalších látek a stabilizují osmotické gradienty. Tím udržují nejen buněčnou
homeostázi, ale také zajišťují správnou komunikaci s okolním prostředím a buňkami ve tkáni.
Membrány hrají zásadní roli také v energetickém metabolizmu buňky a prostřednictvím
membránových receptorů v regulaci buněčných biochemických drah.
Obdobně jako všechny ostatní biomolekuly, také lipidy (mastné kyseliny) reprezentují cíle
radikálového poškození. Opět se na něm podílí zejména radikál OH●
. Odtržením elektronu
z mastných kyselin, přednostně z dvojných vazeb, vznikají jejich nestabilní radikály, které
posléze s kyslíkem tvoří radikály peroxylové. Reakcí těchto radikálů s dalšími mastnými
kyselinami se rozbíhá řetězová reakce, při které se další a další lipidy mění v lipidové
peroxidy nebo cyklické peroxidy mastných kyselin, přičemž se zároveň uvolňují nové
radikály ženoucí reakci kupředu. Uvedeným způsobem může dojít k závažnému narušení
struktury membrány a snížení mobility membránových proteinů, což se následně projeví
poruchou její selektivní permeability doprovázené deregulací příjmu iontů a látek z okolí
(osmóza, membránové napětí, přenos vzruchů atd.) nebo i únikem vnitrobuněčného obsahu
(např. enzymů) do prostředí. Tento stav je pro buňku potenciálně fatální, například vyústí-li v
disbalanci kalciových iontů. Po expozici vysokým dávkám záření tak můžeme očekávat
totální kolaps buněčné homeostázi a okamžitou smrt buňky, menší poškození však dokáže
buňka opravit.
3.2.3 Poškození RNA
Molekuly RNA zastávají v buňce nejrůznější efektorové a signalizační funkce. Obecně lze
však dle základního dogmatu molekulární biologie říci, že zprostředkovávají (za přispění
proteinů) expresi genetické informace, tj. její materializaci z podoby zakódované v sekvenci
DNA do formy proteinů, následně vykonávajících buněčné funkce. Kromě toho vykazují
různé malé RNA významné funkce regulační s ohledem na expresi genů. RNA má v principu
stejnou molekulární stavbu (nikoli však prostorové uspořádání) jako DNA, s tím zásadním
rozdílem, že ji tvoří pouze jedno vlákno, které se organizuje do složitých prostorových
struktur. Díky ribóze ve své cukr-fosfátové páteři reaguje RNA s okolím mnohem snadněji
než DNA. RNA tak může být poškozena obdobným způsobem jako DNA (viz níže), ovšem
s vyšším rizikem fragmentace. V RNA snadno vznikají jednořetězcové zlomy, které působí na
integritu molekuly stejně jako v případě DNA mnohem obtížněji indukovatelné zlomy
dvouřetězcové. Významná je i oxidativní eroze RNA vyvolaná volnými radikály.
Jelikož se molekuly RNA obvykle vyskytují ve větším počtu kopií a mají, na rozdíl od DNA,
omezenou funkční životnost, mohou být (v případě zachování integrity DNA) znovu
nasyntetizovány. Patrně existují i specifické mechanizmy pro eliminaci defektních RNA.
Dysfunkce určité frakce RNA molekul proto ovlivňuje buňku mnohem méně než genetické
změny v DNA. Experimentální důkaz pro toto tvrzení plyne například z pozorování, že
inkorporace radionuklidů do DNA usmrcovala buňky mnohem účinněji, než byl-li stejný
radionuklid součástí molekul RNA. Některé studie nicméně spojují oxidativní poškození a
zlomy RNA s poruchami syntézy proteinů v buňkách a následně rozvojem některých, zejména
neurodegenerativních onemocnění. Radiačnímu poškození RNA však současná věda věnovala
doposud jen málo pozornosti.
3.2.4 Poškození DNA
Specifické postavení jaderné DNA mezi biomolekulami a její poškození
U eukaryot42
se DNA vyskytuje v buněčném jádře, mitochondriích a u rostlin i v plastidech
(např. chloroplastech). Jaderná DNA je nositelkou genetické informace, podle které se celá
buňka vytváří a určuje i celkové chování buňky během jejího života. Na rozdíl od početných
mimojaderných DNA a ostatních typů biomolekul existuje jaderná DNA jen ve dvou kopiích.
Dojde-li tedy jednou k jejímu poškození bez včasné opravy, ztrácí se originální genetická
informace navždy. Změna genetické informace může vést ke ztrátě funkce některých proteinů
nebo expresi proteinů s funkcí pozměněnou, jak popisujeme níže. Jelikož se zdravotně
uvedené poruchy obvykle projeví až po nakumulování určitého množství genetických změn
(mutací43
), což někdy trvá i desítky let, představují defekty DNA pro buňku časovanou
bombu. DNA navíc vykazuje citlivost i k nízkým dávkám ionizujícího záření. Z hlediska
negativního působení záření na DNA proto neexistuje žádná prahová dávka, jejíž
nepřekročení by vylučovalo zhoubný efekt. Ze všech možných biomolekul je proto poškození
jaderné DNA nejkritičtější a může mít pro buňku i organizmus trvalé a nebezpečné následky.
A to i v případě, že buňka přežije akutní fázi po ozáření. Na druhou stranu nesmíme
opomenout, že buňka disponuje efektivními reparačními mechanizmy, které dokážou
naprostou většinu poškození DNA včas a správně opravit.
                                                            
42
Eukaryota = jaderné organizmy, tj. organizmy obsahující pravé jádro.
43
Mutace = dědičně zafixované poškození DNA vedoucí ke změně genetické informace – genotypu buňky.
Kritické cíle DNA a následky jejich zasažení
Interakce záření s jaderným genomem44
má náhodný charakter, a nelze tudíž předem říci,
které geny a jak budou poškozeny. Počet lézí DNA určitého typu (jednořetězcových zlomů,
dvouřetězcových zlomů atd.) proto v populaci buněk ozářených stejnou dávkou statisticky
osciluje kolem určité průměrné hodnoty, liší se však distribuce těchto lézí v rámci genomu.
Každá buňka má tudíž poškozené různé geny a čeká ji zcela jiný osud. Smrt nebo nádorová
transformace buňky, potenciálně ohrožující celý organizmus, nastává při nízkých dávkách
pouze po alteraci funkce některých důležitých genů – kritických cílů.
Jako nejdůležitější příklad kritických cílů můžeme uvést tzv. protoonkogeny, tj. geny, jež se
významným způsobem podílejí na stimulaci buněčného dělení. Aktivačními mutacemi se
protoonkogeny45
mění v tzv. onkogeny, jejichž činnost vede k neregulovanému dělení buňky.
Onkogenní proteiny jsou totiž mnohem „pracovitější“ než původní protoonkogeny a stimulují
buňku k neustálému dělení i v nepřítomnosti patřičných mitogenů. Nebezpečí mutací
protoonkogenů navíc spočívá ve skutečnosti, že k vyvolání dramatické změny fenotypu46
plně
postačuje poškození už i jedné alely genu. Buněčný cyklus je totiž narušen i v situaci, kdy
protein exprimovaný z druhé alely téhož genu funguje normálně.47
Mezi kritické cíle radiačních mutací patří i další typy genů, zejména pak nádorové supresory
(antionkogeny). Nádorově supresorové geny představují pravý opak protoonkogenů, jelikož
brání nadměrnému dělení buněk. Riziko spojené s poškozením nádorových supresorů proto
spočívá ve ztrátě jejich funkce. Jelikož i poloviční množství funkčního proteinu stále
postačuje ke kontrole buněčného dělení, dochází k pozorovatelné poruše funkce mutovaného
supresoru (na rozdíl od protoonkogenu) až po inaktivaci obou alel jeho genu. Jde o tzv.
recesivní mutace. Druhá alela supresoru může být proto chápána jako jeho záložní kopie,
podstatně prodlužující dobu správného fungování buněk v situaci, kdy DNA permanentně trpí
nejrůznějšími vnitrobuněčnými i mimobuněčnými ataky. Přestože je v případě nádorových
supresorů nutné inaktivovat obě alely, stále platí, že stačí poškození jediného genu k tomu,
aby se buňka stala výrazně vulnerabilnější k nádorové transformaci.48
                                                            
44
Jaderný genom = kompletní genetická informace obsažená v jaderné DNA.
45
Protoonkogeny = geny, jejichž produkty pozitivně řídí různé aspekty buněčného dělení.
46
Fenotyp = pozorovatelná manifestace genotypu.
47
Mluvíme proto o tzv. dominantních mutacích.
48
 Analogií je např. porucha předních brzd automobilu – automobil sice stále zvládne zastavit pomocí brzd 
zadních, takže zdánlivě funguje jak má, stává se však potenciálně velmi nebezpečným. Jakákoliv další porucha 
brzdového systému již může mít nedozírné důsledky vedoucí k havárii. 
V případě solidních nádorů se onemocnění rozvíjí až po nakumulování určitého množství
kritických změn DNA (klonální teorie). Někdy ale stačí už prvotní defekt k vyvolání úplné
nádorové transformace buňky. Typickým příkladem jsou leukémie. Třeba u akutní
promyelocytární leukémie (APL) dochází díky reciproké translokaci mezi geny PML a RARa
(t(15;17)) k expresi fúzního proteinu PML/RARa, u chronické a akutní myeloidní leukémie (a
některých dalších) vzniká následkem reciproké translokace mezi geny BCR a ABL (t(9;22)49
)
fúzní protein BCR/ABL atd. Uvedené fúzní proteiny mají přitom již sami o sobě dostatečný
potenciál k vyvolání rakoviny.
Celkově lze shrnout, že při zasažení kritických cílů v DNA hrozí i při nízkých dávkách rozvoj
nádorového bujení, nezvládne-li buňka poškození správně a včas opravit. Postižení
pohlavních buněk rodičů může vést k různým vrozeným vývojovým vadám u potomstva50
. Při
expozici nízkým dávkám proto největší riziko pro organizmus plyne z přenosu
karcinogenních mutací do dalších generací buněk a jejich postupná kumulace. Negativní
účinky jednotlivých dávek ionizujícího záření se díky tomu sčítají po celý život.
3.2.5 Poškození DNA na molekulární úrovni
Ionizující záření indukuje v DNA celou řadu lézí (Obr. 3.3), přičemž napadá všechny její
komponenty, tj. baze, deoxyribózy i fosfátové skupiny. Následkem vytvořených poškození
pak vyvolává všechny typy mutací, tj. mutace genové51
, chromozomové52
i genomové53
, jak
bude diskutováno později. DNA může být modifikována přímo absorpcí kvanta záření nebo
nepřímo produkty radiolýzy vody, jak jsme si již objasnili dříve. Významnou úlohu u
nepřímého účinku hraje zejména hydroxylový radikál OH●
, který atakuje jak samotné baze,
tak i cukernou komponentu DNA, deoxyribózu. Hydroxylový radikál se váže na dvojné vazby
bazí nebo z bazí a deoxyribózy odebírá vodík. Přímým působením záření i radikálů se nejprve
generují radikály ze samotných komponent DNA, které kaskádou následných reakcí
poskytují, v závislosti na podmínkách prostředí, široké spektrum produktů měnících
strukturně-funkční charakteristiky DNA.
                                                            
49
 Takzvaný Filadelfský chromozom. 
50
U člověka je však výskyt radiačně vyvolaných vývojových vad oproti původním předpokladům překvapivě
nízký. 
51
Genové mutace = nukleotidové substituce a posunové mutace objevující se následkem delecí nebo inzercí jedné
baze; vedou ke změnám kodonů DNA.
52
Chromozomové mutace = rozsáhlejší mutace DNA vznikající přeskupením genetického materiálu a projevující
se pozorovatelnými strukturními přestavbami chromozomů.
53
Genomové mutace = ztráty nebo zmnožení celých chromozomů nebo jejich sad.
Obr. 3.3 Různé typy radiačních lézí DNA
1. Modifikované baze
DNA se skládá z pyrimidinových (tymin, cytosin) a purinových (adenin, guanin) bazí,
přičemž k radiačnímu poškození vykazují citlivost oba tyto typy. V případě pyrimidinových
bází preferují radikály OH●
pro svůj atak dvojnou vazbu mezi uhlíky C5 a C6. Dalšími
reakcemi s cytosinem nejčastěji vznikají cytosin glykol a 5,6-dyhydroxycytosin, a s thyminem
pak thymin glykol (Tg, 5,6-dihydroxy-5,6-dihydrothymin), 5-hydroxymethyluracil, 5formyluracil
a 5-hydroxy-5-methylhydantoin. Při reakcích s purinovými bazemi se OH●
aduje
do pozic C4, C5 nebo C8 u guaninu a C4 nebo C8 u adeninu za produkce hydroxylovaných
cyklů v těchto pozicích. Mezi nejdůležitější produkty popsaných reakcí patří 8-oxo-7,8dihydro-2-deoxyguanosin
(8-oxodG) s jeho tautomerní formou 8-hydroxy-2deoxyguanosinem
(8-OHdG) a 8-hydroxyadenin. Modifikace 8-oxodG (8-OHdG)
představuje nejvýznamnější marker oxidativního poškození bazí, protože guanin ze všech bazí
nejsnadněji podléhá oxidaci. Kromě uvedeného náleží mezi významné procesy také
deaminace bazí – deaminací guaninu se tvoří xantin (X), adeninu hypoxanthin (HX) a
cytosinu uracil (U).
Chemické modifikace v řadě případů ovlivňují tvorbu vodíkových můstků mezi bazemi a
případně strukturu dvoušroubovice DNA. Následkem těchto změn se objevují chyby párování
nukleotidů během replikace nebo její zablokování. Například guanosin změněný na 8-oxoG se
páruje s adeninem (A) a nikoliv cytosinem (C) jako původní guanosin (viz příklady níže).
Některé poškozené baze jsou navíc labilní a zejména v alkalickém prostředí mohou být
konvertovány na abazická místa a zlomy řetězců DNA (viz níže).
Příklady mutageneze následkem radiační modifikace bazí
A  HX; párování HX:C namísto A:T  záměna A:T za C:G v dalším replikačním cyklu
T  Tg; Tg nevede ke změně párování, způsobuje však distorzi dvoušroubovice DNA
C  U; párování U:A namísto C:G  záměna C:G za T:A
G  8-oxoG; párování 8-oxoG:A namísto G:C  záměna G:C za T:A
G  X; párování stejně jako G
2. Abazická místa (AP sites)
Abazická, depurinová nebo depyrimidinová místa se objevují následkem přerušení
glykosidické vazby mezi bazí a cukrfosfátovým řetězcem DNA. K depyrimidinaci a
depurinaci dochází v důsledku chemických pochodů v ozářených buňkách, vlivem nestability
glykosidické vazby u poškozených bazí a také v průběhu reparace bazí nebo i spontánně.
Abazická místa mohou vyvolat kolaps replikačních vidlic, vést k inkorporaci nesprávných
nukleotidů do DNA (bodové mutace) nebo být konvertována na složitější typy poškození –
křížové vazby a jednořetězcové či dvouřetězcové zlomy DNA řetězců (viz níže).
3. Křížové vazby (cross-links) a adukty DNA
Přímou absorpcí energie záření a reakcemi s volnými radikály se v poškozené DNA generují
mnohočetná reaktivní místa. Tato místa spolu potenciálně interagují za tvorby kovalentních
vazeb a nelineárních propojení mezi bazemi, a to jak v rámci jednoho řetězce DNA, tak i mezi
řetězci komplementárními. Purinové a pyrimidinové radikály napadají také aromatické
aminokyseliny proteinů, čímž se tvoří proteinové adukty na DNA.
Křížové vazby mezi komplementárními řetězci DNA brání separaci řetězců při replikaci nebo
transkripci a blokují průběh těchto procesů. Reparace křížových vazeb DNA pak potenciálně
vede až k dvouřetězcovým zlomům, které reprezentují nejproblematičtější radiační léze. Jedná
se tedy o vysoce mutagenní a nebezpečné defekty. Řada chemoterapeutik využívá právě
tohoto mechanizmu poškození DNA k eradikaci nádorových buněk. Také ostatní zmíněné
typy řetězcových vazeb a proteinové adukty na DNA představují překážku pro postupující
replikační a transkripční vidlice. Proteinové adukty navíc znesnadňují přístup reparačních
proteinů54
k poškozenému místu na DNA, čímž komplikují své vlastní odstranění.
4. Jednořetězcové a dvouřetězcové zlomy
Přerušením fosfodiesterové páteře vznikají v DNA jednořetězcové (SSB) nebo dvouřetězcové
(DSB) zlomy. Dvouřetězcové zlomy se objevují tehdy, přeruší-li částice záření zároveň oba
komplementární řetězce molekuly DNA (tedy následkem přímého účinku záření), nebo dojdeli
k vytvoření dvou či více jednořetězcových zlomů v těsné vzájemné blízkosti nepřímým
účinkem záření (tj. vlivem reaktivních radikálů). DSB jsou ze všech lézí DNA nejzávažnější,
protože vedou ke kompletní desintegraci molekuly DNA, a představují tak značnou výzvu pro
reparační systémy buňky. Ionizující záření přitom představuje jeden z nejefektivnějších
induktorů DSB.
                                                            
54
zejména nukleotidové excizní reparace, NER
Odhaduje se, že 1 Gy záření gama v buňce vytvoří:
 1000–2000 modifikovaných bazí;
 500–1000 jednořetězcových zlomů;
 25–50 dvouřetězcových zlomů.
3.3 Poškození sub-buněčných systémů
3.3.1 Poškození chromozomů
Lidské chromozomy a metody studia jejich poškození
U eukaryotických buněk se DNA nevyskytuje „nahá“, jako u prokaryot, nýbrž ve formě
složitého komplexu s histonovými a nehistonovými proteiny, zvaného chromatin. Detailně
jsme strukturu chromatinu popsali v kapitole 2 o stavbě buňky. Pro účel následujícího textu
však budiž zdůrazněno, že postupnou hierarchickou organizací chromatinu se formují
chromozomy, které v mitóze dosahují maximálního stupně kondenzace a svého všeobecně
známého tvaru. Mitotické chromozomy mohou být barveny běžnými barvivy DNA
(cytogenetické barvení) a jejich hrubá struktura pak studována pomocí standardní optické
mikroskopie. S využitím „pruhovacích“ technik55
se na chromozomech zviditelní periodicky
se střídající různě rozsáhlé oblasti heterochromatinu a euchromatinu, tzv. chromozomální
pruhy. Každý chromozom má svůj specifický pruhovací vzorec, dle kterého lze mnohem
snáze než prostým barvením chromatinu odhalit a přesně definovat (pozice, rozsah) strukturní
i numerické aberace chromozomů v rámci celého karyotypu. Za karyotyp považujeme
druhově specifický soubor všech chromozomů eukaryotické buňky nebo jedince a jeho popis
v termínech počtu a struktury chromozomů, a případně i odchylek těchto parametrů od
normálu. Schematickému znázornění karyotypu se říká ideogram.
Výrazně přesnější analýzu i komplexních karyotypových změn nabízejí molekulárně
cytologické techniky umožňující současnou vizualizaci jednotlivých chromozomů
prostřednictvím různobarevně značených DNA sond – mnohobarevná fluorescenční in situ
hybridizace (mFISH) a spektrální karyotypování (SKY). Metody se liší způsobem barvení
chromozomů, pracují ale na stejném základním principu, tj. hybridizaci fluorescenčně
značených fragmentů DNA (DNA sond) s komplementárními sekvencemi genomické DNA
v buněčném jádře. Hybridizací zde tedy rozumíme proces, při kterém se značený
                                                            
55
nejčastěji se používá tzv. pruhování G, nazvané podle barvení chromozomů roztokem Giemsa-Romanovski
v přítomnosti trypsinu
(jedno)řetězec denaturované sondy specificky váže prostřednictvím vodíkových vazeb ke
komplementárnímu úseku taktéž denaturované molekuly studované DNA. Obdobu mFISH
představuje technika zvaná mBanding – mnohobarevné pruhování chromozomů. Na rozdíl
od mFISH jsou zde DNA sondy navrženy tak, aby namísto celých jednotlivých chromozomů
barvily krátké, na sebe navazující úseky určitého chromozomu. Získáme tak pruhovaný
chromozom, podobně jako v případě cytologických pruhovacích technik. Pruhovací vzorec
ovšem není periodický a vzniká zcela jiným mechanizmem než u cytologického pruhování.
Hlavně je ale mnohobarevný a mnohem podrobnější. Metody mFISH a mBand lze proto
výhodně kombinovat, jelikož první z nich se zaměřuje na celkovou identifikaci a popis
interchromozomálních změn karyotypu, zatímco druhá na detailní analýzu přestaveb
vybraných chromozomů, včetně intrachromozomálních aberací. Kromě přímé detekce
chromozomálních abnormalit (případně ještě doplněné o techniku předčasné chromozomové
kondenzace, PCC), můžeme k odhadu poškození chromozomů využít i metody nepřímé.
Uveďme například mikrojaderný test, založený na kvantifikaci tzv. mikrojader. Mikrojádra
se formují z acentrických fragmentů chromozomů, případně následkem neúspěšné vazby
centromer chromozomů na kinetochory a mikrotubuly dělicího vřeténka. Na konci mitózy se
pak inkriminovaný genetický materiál vyčleňuje z buněčného jádra a obaluje se vlastní
jadernou membránou.
Normální karyotyp člověka je 46,XY (muž) nebo 46,XX (žena), což odpovídá 23 párům
autozomů (nepohlavních chromozomů) a 1 páru gonozomů (pohlavních chromozomů).
Ionizující záření vyvolává jak poruchy struktury chromozomů (strukturní aberace) tak
změny jejich počtu (numerické aberace). Strukturní aberace mohou postihovat pouze jeden
chromozom (intrachromozomální aberace) nebo dva a více chromozomů
(interchromozomální aberace). Z hlediska dopadu chromozomálních aberací na buňku je
především důležité, zda v ní zůstane i přes proběhnuvší strukturní (kvalitativní) změny
celková genetická informace kvantitativně zachována (balancované aberace), nebo zda
dojde ke ztrátě či zisku určité porce genetického materiálu (nebalancované aberace). Také
numerické aberace se týkají jednotlivých chromozomů (aneuploidie) nebo i celých
chromozomálních sad (polyploidie) a vedou k různě rozsáhlým kvantitativním odchylkám od
normálního karyotypu.
Chromozomální aberace indukované ionizujícím zářením
Většinu lézí DNA popsaných v kapitole 3.2.5 dokážou buňky poměrně snadno a rychle
opravit, a to beze ztráty nebo změny genetické informace. Je-li totiž postižen pouze jeden
řetězec DNA, může být druhý nepoškozený řetězec využit jako templát k rekonstrukci
původní genetické informace poté, co byla postižená oblast z DNA reparačními mechanizmy
„vystřižena“. Dosyntetizování chybějícího fragmentu DNA se pak uskuteční na principu
komplementarity bazí. Současné přerušení obou řetězců DNA v případě dvouřetězcových
zlomů s sebou však přináší dvě nebezpečná rizika – 1) riziko ztráty genetické informace
následkem nutnosti „začištění“ poškozených konců DNA a 2) riziko spojení nesprávných
chromozomálních fragmentů pocházejících z jednoho nebo více různých chromozomů. Snaha
o opravu DSB proto nezřídka ústí nejen v bodové mutace a drobné delece, ale také
intrachromozomální inverze a další chromozomální aberace, zejména translokace, dicentrické
chromozomy a prstencové chromozomy. Vzhledem k vysoké účinnosti indukce DSB
ionizujícím zářením a výše uvedeným hrozbám lze proto konstatovat, že DSB představují
zásadní typ radiačního poškození DNA. Připomeňme však, že i některé původně méně
závažné typy lézí DNA mohou být během oprav konvertovány na DSB.
Na rozdíl od většiny chemických látek, ionizující záření způsobuje chromozomální aberace
nezávisle na replikaci DNA, a tudíž i fázi buněčného cyklu. Vyvolává tak přestavby
chromatinu chromozomového i chromatidového typu. Chromozomové aberace postihují
obě chromatidy mitotického chromozomu – formují se v G1 fázi na jediné přítomné
chromatidě a následně se během S fáze přenášejí i na chromatidu nově syntetizovanou.
Chromatidové aberace mají svůj původ až v S/G2 fázi, a proto v první mitóze zasahují pouze
jednu chromatidu. Při replikaci v dalším buněčném cyklu se nicméně konvertují na aberace
chromozomové.
Nejvýznamnější chromozomální aberace typické pro ozářené buňky uvádíme níže.
A. Strukturní aberace chromozomů (tzv. chromozomové mutace)
1. Kruhový (ring) chromozom
Kruhový chromozom vzniká cirkularizací chromozomu a spojením krátkého a dlouhého
raménka poté, co se z nich následkem ozáření odlomily terminálních konce (terminální
delece) nebo došlo k poškození telomer. Méně často se objevují acentrické kruhy vyštěpené
pouze z jednoho raménka. Přítomnost kruhového chromozomu se pojí se ztrátou genetické
informace, jelikož odštěpené konce ramének nemají centromeru, a nepřenášejí se proto
stabilně do dceřiných buněk. Kruhový chromozom navíc působí problémy během mitózy,
potenciálně ústící až ve smrt buňky.
2. Dicentrický chromozom
Dicentrický chromozom reprezentuje jeden ze stěžejních produktů v ozářených buňkách,
který se formuje podobně jako výše zmíněný chromozom kruhový. Rozdíl spočívá v tom, že
se nyní jedná o interchromozomální aberaci s participací dvou chromozomů. Po terminální
deleci konců ramének p nebo q obou zúčastněných chromozomů přestanou být tato raménka
chráněna telomerami proti vzájemným interakcím. Dojde-li nyní k jejich spojení, vytvoří se
fúzní chromozom, který má dvě centromery. Obdobně se může zformovat i chromozom
tricentrický ze tří chromozomů. Jako v případě kruhového chromozomu vede i tato aberace ke
ztrátě genetické informace, přičemž poruchy mitotického dělení, které vyvolává, bývají
mnohem závažnější. Přítomnost dicentrických chromozomů je proto pro buňku letální.
3. Delece
Jako delece označujeme chromozomální aberace spojené s vyštěpením části chromozomu a
ztrátou inkriminovaného genetického materiálu. V kontextu radiačního poškození se delece
objevují jednak následkem ozáření samotného, jednak díky začišťování uvolněných konců
DNA během oprav dvouřetězcových zlomů. Začišťování konců obyčejně ústí jen v drobné
delece, rozsáhlejší delece však vznikají následkem aktivity alternativních (záložních)
reparačních mechanizmů (kap. 3.6.2). O intersticiálních delecích mluvíme tehdy, vzniknouli
v chromozomu dva dvouřetězcové zlomy DNA (DSB) a DNA je znovu spojena takovým
způsobem, že fragment chromatinu mezi zlomy z chromozomu vypadne. Odlomení a chybění
terminální části chromozomálních ramének následkem jednoho DSB pak označujeme jako
terminální delece (nebo též deficience). V závislosti na fázi buněčného cyklu, ve které záření
chromozom poškodilo, postihují delece jen jednu (S/G2 fáze) nebo obě chromatidy (G1 fáze).
4. Translokace
Spojením nesprávných konců DNA v místech dvouřetězcových zlomů během jejich oprav
vznikají translokace, nejčastější typ chromozomálních aberací vyvolaných zářením. Lze je
tedy definovat jako přesuny menších či větších fragmentů chromatinu mezi chromozomy
(interchromozomální translokace) nebo i v rámci chromozomu jednoho
(intrachromozomální translokace). Translokace obecně vedou ke stejným molekulárním
defektům jako inverze. Někdy se geny na koncích translokovaných fragmentů přenesou do
nevhodného nového prostředí nebo dokonce vytvoří fúzní gen ze zbývajících částí genů na
translokovaném fragmentu a hostitelském chromozomu. Problém nastává zejména tehdy,
dostane-li se takto některý z onkogenů pod kontrolu silného promotoru, jež neustále stimuluje
jeho transkripci, a tudíž i proliferaci buněk. Deregulaci buněčného cyklu způsobí i přemístění
nádorově supresorového genu do geneticky umlčené oblasti, spojené se ztrátou jeho funkce.
Fúzní geny se transkribují do fúzních proteinů s pozměněnými vlastnostmi, které vykazují
často onkogenní potenciál. Fúzních proteinů existuje celá řada, příkladem budiž PML/RARa,
způsobující akutní promyelocytární leukémii, nebo BCR/ABL, zodpovědný za rozvoj akutní a
chronické myeloidní leukémie, případně i dalších typů leukémií.
Translokace dělíme na nebalancované a balancované. Následkem dělení buněk s
nebalancovanými translokacemi trpí dceřiné buňky ztrátami nebo naopak nadbytkem
genetického materiálu. U gamet se tato situace pojí s neplodností, častými potraty a hrozícím
vývojem různých vývojových vad u potomstva. Proběhne-li vzájemná výměna chromatinu
naopak bez kvantitativní změny genetické informace, jde o translokace balancované. Ty
obvykle nemají dopad na svého nositele, kromě již výše uvedeného rizika poruchy činnosti
genů v oblastech zlomových bodů chromozomů. Nicméně i balancované translokace přítomné
v gametách mohou vyústit v nebalancovaný karyotyp u potomstva, spojený s různě vážnými
zdravotními dopady.
Translokace se uskutečňují jako prosté nebo reciproké. Při prosté translokaci se fragment
jednoho chromozomu relokalizuje na jiný nehomologický chromozom. Během translokace
reciproké se vzájemně vymění fragmenty chromatinu mezi dvěma chromozomy. Zvláštní
translokační produkt představuje Robertsonský chromozom, jež se objevuje následkem
spojení dlouhých ramének dvou akrocentrických chromozomů po předchozím odlomení
ramének krátkých (Robertsonská translokace)56
.
Specifickým fenoménem pro ionizující záření s vysokým lineárním přenosem energie (LET)
jsou komplexní chromozomální translokace, na kterých se podílí větší množství
chromozomů a zlomů DNA. Detekovány byly například u zaměstnanců jaderného komplexu
Majak, kteří profesně přicházeli do kontaktu s plutoniem. Komplexní chromozomové
přestavby doprovázejí také pokročilé nádory.
Existují dvě základní hypotézy vysvětlující mechanizmus chromozomálních translokací. První
z hypotéz, tzv. Position-First Hypothesis, vychází z předpokladu omezené pohyblivosti
chromatinu a jeho nenáhodné organizace v buněčném jádře. Translokace mohou podle této
hypotézy probíhat víceméně pouze mezi geny, které se v buněčném jádře nacházejí díky jeho
specifické architektuře ve vzájemné blízkosti již předtím, než jsou zasaženy DSB (např.
PML/RARa, BCR/ABL). Druhá hypotéza, tzv. Breakage-First Hypothesis, naopak počítá se
zvýšenou mobilitou chromatinu v místech zlomů DNA. Dovoluje proto výměny chromatinu i
mezi původně vzdálenými chromozomálními lokusy. V „extrémní“ podobě této hypotézy
putují poškozené chromozomální lokusy (s DSB) cíleně do tzv. reparačních továrniček, kde je
                                                            
56
 Izochromozom se skládá ze dvou ramének q nebo p. Příčina však nespočívá v (Robertsonské) translokaci, 
nýbrž v aberantním příčném rozdělení centromery jediného chromozomu během buněčného dělení. 
vícero DSB opravováno společně. Může tak mezi nimi snadno docházet ke komplexním
translokacím. Obě hypotézy mají své přednosti i nedostatky, což poukazuje na
komplikovanější mechanizmus chromozomálních translokací, patrně kombinující různé
aspekty obou teorií. Zde odkazujeme na přehledný článek Falk et al. (2010) (viz seznam
literatury).
5. Pericentrické a paracentrické inverze
Inverze potřebují ke svému zrodu dva dvouřetězcové zlomy v jednom chromozomu, které ho
rozdělí na tři fragmenty. Přetočením (inverzí) centrálního fragmentu a jeho znovuspojením
s distálními fragmenty následně vzniká chromozom s inverzí. Obsahoval-li invertovaný
fragment centromeru, jedná se o inverzi pericentrickou, pokud ne, jde o inverzi
paracentrickou. K inverzím terminálních fragmentů nedochází, protože distální konce
chromozomů jsou proti fúzím chráněny telomerami. I kdyby se tak stalo, absence telomer na
koncích přeskupených chromozomů by způsobovala jejich nestabilitu. Inverze patří mezi
balancované aberace, tzn., že se z buněk bezprostředně nevytrácí genetická informace. Ke
ztrátám ale může dojít u potomstva pohlavních buněk, díky problémům během meiotické
rekombinace. Vždy navíc hrozí riziko narušení funkce genů lokalizovaných na koncích
invertovaných fragmentů obdobně jako u translokací.
6. Fragmenty chromozomů
Z chromozomů se někdy odlomí krátké fragmenty chromatinu (viz delece). Tyto fragmenty se
z buněčného jádra následně vyřeďují, protože nemají centromeru, a nemohou být tudíž
během mitózy či meiózy napojeny na dělící vřeténko. Ztráta genetické informace se následně
projevuje těžkými až letálními poruchami funkce genomu.
Obr. 3.4 Charakteristické strukturní aberace (chromozomálního typu) detekované v ozářených buňkách
B. Numerické aberace (tzv. genomové mutace)
Kromě strukturních mutací jednotlivých chromozomů (chromozomální mutace) indukuje
ionizující záření také změny počtu celých chromozomů (aneuploidie) nebo i
chromozomálních sad (euploidie/polyploidie). Zejména u nádorových buněk dochází
následkem ozáření k tzv. endopolyploidii, tedy zmnožení chromozomálních sad bez
současného rozdělení jádra (endomitóza)57
. Jádra endomitotických buněk dosahují obřích
rozměrů a jejich dělení obvykle končí smrtí buněk. Občas se nicméně z endomitotických jader
                                                            
57
 Přirozeně tento proces probíhá třeba v buňkách lidských jater. 
zpětně „vyštěpují“ opět jádra v principu diploidní. Tyto tzv. pseudodiploidní buňky jsou po
určité stabilizaci genomu schopné dalšího života a dělení. Uvedený proces ale ústí v řadu
strukturních přestaveb chromatinu, a stejně tak i rozsáhlé změny karyotypu – aneuploidii
a/nebo polyploidii). Vzhledem k této skutečnosti a velkému množství obsaženého
genetického materiálu zosobňují endopolyploidní buňky jakési inkubátory zrychlené
genomické evoluce. Vzniknou-li následkem ozáření v normální nebo prekancerózní tkáni, lze
endopolyploidní buňky opodstatněně podezřívat z iniciace nádorového bujení. U již
existujících nádorů pak katalyzují jejich genetickou nestabilitu a ochotu metastázovat.
Následky radiační mutageneze mohou být ale i pozitivní. Například polyploidie představují u
rostlin cílený šlechtitelský efekt, protože polyploidní rostliny vykazují řadu výhod. Mimo jiné
se vyznačují většími buňkami, což má třeba v případě píce za následek její vyšší výnosy, lepší
stravitelnost a kvalitu.
C. Genomická nestabilita
V některých ozářených buňkách můžeme kromě okamžité tvorby genových a
chromozomálních mutací pozorovat ještě další, opožděnou vlnu rozsáhlého vzestupu
nejrůznějších mutačních událostí – tzv. genomickou nestabilitu58
. Tvorba mutací během této
vlny není proporcionální absorbované dávce a nelze ji vysvětlit přímým působením záření na
DNA. Příčinu genomické nestability proto můžeme spíše odvozovat od nějakého všeobecného
narušení funkce genomu. V úvahu připadají například poruchy reparačních systémů,
opožděná produkce volných radikálů a epigenetické změny vyvolané v chromatinu ozářením.
Následkem genomické nestability buňky zrychleně kumulují nejrůznější typy mutací (genové
amplifikace, strukturní chromozomální aberace a numerické karyotypové změny), takže
nikoho nepřekvapí, že tento stav úzce souvisí se vznikem a progresí nádorových onemocnění.
Zajímavé je, že se chromozomální nestabilita objevuje nejen v ozářené buňce samotné, ale i
v jejích dalších generacích.
Využití chromozomálních aberací k retrospektivnímu odhadu absorbované dávky –
biodozimetrie
Při nepředvídatelných situacích, například během radiačních nehod, obvykle nemáme
k dispozici standardní dozimetrická měření. Při tomto scénáři navíc předpokládáme ozáření
většího množství osob, které se v době expozice nacházely v nestejných vzdálenostech od
                                                            
58
 Též se používají termíny genová, chromozomální nebo genomová stabilita. 
zdroje záření, byly různě stíněny a případně i odlišným způsobem kontaminovány. Odhad
dávky může být v těchto případech proto značně problematický a jakékoliv přirozeně
dostupné kvantifikátory expozice nabývají zásadního významu. Jednou z možností
retrospektivního odhadu absorbované dávky u obětí neplánovaných expozic je sledování
přítomnosti chromozomálních aberací, jež představují citlivý indikátor individuální expozice
ionizujícímu záření až do minimální dávky přibližně 0,02 Gy. Většina typů chromozomálních
aberací je nicméně z buněčných jader postupně eliminována, takže jejich biodozimetrický
význam postupně klesá. Patrně nejvýznamnějším markerem ozáření jsou dicentrické
chromozomy. Četnost dicentriků se snižuje exponenciálně s časem po ozáření, přičemž
literatura uvádí poměrně výrazně rozdílné poločasy tohoto poklesu, u lymfocytů např. 100 dní
až 3 roky.59
Bez korekcí tedy považujeme analýzu dicentrických chromozomů za spolehlivou
přibližně do několika týdnů po ozáření. Využít lze také chromozomálních fragmentů,
jejichž četnost přibližně odpovídá dicentrikům. Hodnocení však může být nespolehlivé.
Kruhové chromozomy se zase tvoří méně často než dicentrici, takže jejich analýza potřebuje
více času i financí. Mezi dlouhodobě perzistující a tudíž teoreticky výhodnější aberace patří
chromozomální translokace. Jejich detekce a rozbor však vyžadují mnohem sofistikovanější
metody (mFISH) než počítání kruhových a dicentrických chromozomů. Tím se stává analýza
translokací v masovém měřítku spíše jen teoretickou možností. Z různých typů
chromozomálních aberací proto za prakticky nejužitečnější a nejpřesnější biodozimetrický
ukazatel absorbované dávky stále platí frekvence dicentrických chromozomů, které se
vyskytují s nejvyšší frekvencí a můžeme je dobře rozlišit. Jako výchozí materiál pro
kvantifikaci chromozomálních aberací většinou používáme G0 lymfocyty izolované
z periferní krve, které po odběru stimulujeme k buněčnému dělení a zastavíme v mitóze.
V případě hromadných událostí musí být ozářené osoby co nejrychleji roztříděny pro
adekvátní lékařskou péči. Kromě kvantifikace chromozomálních aberací, která se neobejde
bez časově náročné kultivace lymfocytů, se proto vehementně hledají i další biomarkery
radiační expozice. Kromě již dlouho zavedeného sledování změn v krevním obraze lze přímo
monitorovat i zářením vyvolané defekty DNA na molekulární úrovni. Za vůbec nejcitlivější
metodu v současnosti považujeme imunofluorescenční detekci histonu H2AX60
, tj. histonu
H2AX fosforylovaného na serinu 139. K fosforylaci H2AX dochází specificky v oblastech
dvouřetězcových zlomů DNA, takže množství H2AX v jádře koreluje s absorbovanou
                                                            
59
Důvody tohoto rozptylu nejsou příliš známy, uvažuje se například o vlivu samotného záření na apoptózu buněk. 
60
 Histon H2AX je variantou histonu H2A. 
dávkou záření. Kromě vysoké senzitivity nabízí analýza H2AX i relativní rychlost. Histon
H2AX může být v buňkách prokázán již několik minut po expozici a samotná procedura
netrvá déle než 1 den. Kvantifikace může být založena na měření celkové fluorescence
H2AX v buňkách prostřednictvím průtokové cytometrie nebo stanovení počtu ohnisek
H2AX pomocí fluorescenční mikroskopie. Druhý způsob je pracnější, dle distribuce H2AX
v jádře ale umožňuje rozlišit, zda byly buňky vystaveny záření s nízkým nebo vysokým
lineárním přenosem energie (LET). Využití metody komplikuje rychlý úbytek H2AX
s časem, podobně jako v případě chromozomálních aberací. Většinu dvouřetězcových zlomů
totiž buňka opraví již během několika (8 h)61
hodin po ozáření. Přesto lze při dostatečné dávce
prokázat zvýšenou frekvenci H2AX u ozářených osob i několik dní po ozáření. V případě
dozimetrických událostí vojenského charakteru představují problém situace, kdy došlo
k expozici osob současně ionizujícímu záření a některým bojovým látkám. Například yperit
dokáže indukovat dvouřetězcové zlomy DNA obdobně jako ionizující záření. Mezi další
intenzivně studované biodozimetrické markery patří například změny hladin proteinů
podílejících se buněčné odpovědi na ozáření (p53, ATM atd.).
3.3.2 Poškození buněčných membrán a organel
Dle současného pohledu má z hlediska radiačního poškození buňky nejzásadnější význam
buněčné jádro, které řídí veškeré funkce buňky, ukrývá v sobě DNA a u eukaryontních
organizmů ho ohraničuje jaderná membrána. Imunní vůči záření však nejsou ani další
organely, jako lysozomy, endoplazmatické retikulum, Golgiho aparát, peroxizomy a
mitochondrie, u rostlin pak i chloroplasty (plastidy).
Zejména mitochondrie a chloroplasty, jež mají svou vlastní DNA, mohou být poškozeny již
nízkými dávkami záření. Dokonce se ukazuje, že mitochondriální DNA vykazuje k záření
ještě vyšší citlivost než DNA v buněčném jádře. Existuje k tomu několik důvodů. Zaprvé,
mitochondriální DNA (mtDNA) neasociuje na rozdíl od jaderné DNA s histony, které by ji
chránily před účinky volných radikálů. Zadruhé, mtDNA je mnohem hustěji osídlena geny
než DNA jaderná. Přestože představuje pouze asi 0,25 % celkového buněčného obsahu
deoxyribonukleové kyseliny v buňce, sestává se víceméně (kromě D-smyčky) ze sekvencí
kódujících proteiny. To představuje obrovský rozdíl ve srovnání s DNA jadernou, v jejímž
případě tvoří kódující sekvence pouze asi 1 %. Pravděpodobnost, že jakékoliv poškození
                                                            
61
Při expozici záření s vysokým LET může významné procento neopravených lézí perzistovat v buněčném jádře
mnohem déle.
povede k biologickému efektu, je tedy pro mtDNA výrazně vyšší. Mitochondrie navíc
disponují jen omezeným systémem oprav lézí mtDNA, díky čemuž mtDNA mutuje asi 10x
rychleji než DNA jaderná. Na druhou stranu se mtDNA (a chloroplastová/plastidová DNA)
vyskytují v buňce v mnoha kopiích. Nepoškozené kopie mtDNA a ctDNA/pDNA tak efekty
nízkých dávek záření a mutací snadno kompenzují. Přestože byly doposud účinky ionizujícího
záření na mitochondrie studovány méně než dopady na jadernou DNA, mnohé studie ukazují
na přímé spojení mezi genetickými variacemi v mtDNA a některými chorobami, včetně
rakoviny. U ozářených osob byly zaznamenány zvýšené hladiny delecí a bodových mutací
v mtDNA, přičemž genetická variabilita mtDNA korelovala s radiosenzitivitou vyšetřovaných
jedinců.
Při expozici vyšším dávkám záření vstupuje do hry i poškození lipidů a proteinů
mitochondriálních membrán, následkem čehož selhávají jejich funkce. Ozáření buněk v řádu
jednotek Gy tak véde například k dočasnému poklesu produkce ATP. Například pro
osteosarkomové buňky vystavené 8 Gy záření gama činil tento pokles hodinu po ozáření až
20 %, později se ale hodnoty navrátily do normálu. Jindy bylo po ozáření zaznamenáno
zmnožení mitochondrií doprovázené zvýšenou spotřebou kyslíku při zachování konstantní
hladiny ATP. Z toho lze vyvodit, že se buňka brání dysfunkci mitochondrií navýšením jejich
počtu.
Při závažnějším poškození buňky způsobí ztráta integrity membrán únik cytochromu c
z mitochondrií a aktivaci apoptózy. Samotné mitochondrie navíc uvolňují do svého okolí
velké množství reaktivních volných radikálů. Tento fenomén je studován i v souvislosti
s rozvojem nebezpečné genomické nestability. Zdá se tedy, že mitochondrie představují
důležitý cíl ionizujícího záření. Toto tvrzení podporují i nedávné objevy poukazující na
nezanedbatelný význam i výlučně cytoplazmatického ozáření.
Dopad radiačního poškození lyzozomů a dalších organel na buňku zůstává stále víceméně
neprostudován. Lyzozomy obsahují agresívní hydrolytické enzymy určené k degradaci
proteinů (viz kap. 2). Trávící enzymy lyzozomů však účinkují pouze při nízkém pH, které
panuje uvnitř těchto organel. Prosáknutí lyzozomálních enzymů do cytoplazmy proto dokáže
buňka do určité hladiny „vypufrovat“. Současný výzkum nicméně naznačuje, že už i méně
závažné poškození lyzozomů může mít na buňku nepříznivý vliv. Lyzozomy se totiž patrně
prostřednictvím signálních drah podílejí na regulaci důležitých buněčných procesů, například
apoptózy. Při ruptuře velkého množství lyzozomů najednou pak už nelze vyloučit ani přímý
efekt degradačních enzymů na okolní cytoplazmatické struktury.
Obecně se tak narušení funkce (membrán) buněčných organel souhrnně projeví různým
stupněm celkového rozvratu buněčného metabolizmu. Kromě již uvedeného se na této situaci
zásadně podílí i poškození cytoplazmatické membrány. V důsledku narušení její integrity
ztrácí buňka kontrolu nad příjmem látek z vnějšího prostředí a zároveň dochází k úniku
vnitrobuněčného obsahu do okolí. Mechanizmy chemického poškození membrán a jejich
konkrétní důsledky byly již popsány v souvislosti s poškozením lipidů (kap. 3.2.2).
3.4 Radiační poškození na úrovni buněk a jeho implikace pro efekty na
úrovni tkání a organizmů
Mechanizmus radiačního poškození buněk a tkání se zásadním způsobem odvíjí od
absorbované dávky záření. V případě vysokých dávek buňka umírá. Při překročení tzv.
prahových dávek smrt postihne již tolik buněk, že se tento stav manifestuje poškozením
tkání či orgánů – deterministickými (tkáňovými) účinky. S eskalací dávky se logicky
zvyšuje proporce zmírajících buněk a zákonitě i závažnost postižení, tj. klinických symptomů.
Podprahové dávky funkci tkání a orgánů akutně neovlivní, protože buňky ozáření přežijí a
v určitém časovém horizontu i nadále víceméně vykonávají své funkce. Záření ale poškodí
jejich DNA a díky případným chybám v reparaci vytvořených lézí potenciálně i genetickou
informaci. Rozsah genetických změn a počet afektovaných buněk roste s dávkou, a tudíž i
riziko pozdních stochastických zdravotních důsledků na úrovni organizmu. Zde jen
zdůrazněme, že DNA každé buňky je postižená náhodně, a každá buňka tak nese jiné změny
genetické informace. V tom spočívá zásadní rozdíl stochastických účinků oproti účinkům
deterministickým, kdy jsou ve své podstatě všechny buňky postiženy stejně – zemřou. Aby se
konkrétní genetická změna projevila na orgánové úrovni, musí nejprve dojít k její diseminaci
do relevantní proporce buněk. U somatických buněk se tak stane pouze tehdy, přináší-li
změna buňce růstovou výhodu, a tedy i možnost postupně navýšit své potomstvo na úkor
buněk nepoškozených, rostoucích pomaleji. Projevem radiačně indukovaných genetických
změn je tak premaligní stav buňky, případně následovaný její úplnou nádorovou
transformací. U potomků rodičů s ozářenými gametami (pohlavní buňky) se však mohou
kromě nádorových onemocnění vyskytovat i nejrůznější nemaligní vrozené vývojové vady,
jež nejsou spojeny s růstovou výhodou mutovaných buněk. Z jedné poškozené gamety totiž
vzniká celý nový organizmus. Z výše popsaného plyne, že nádorová onemocnění a vývojové
vady postihnou na rozdíl od deterministických efektů jen určité, na dávce závislé procento
jedinců v ozářené populaci, nelze však předem určit koho. Proto pro stochastické účinky
používáme často i termín účinky pravděpodobnostní.
Dle dalších kritérií dělíme účinky ionizujícího záření na časné (pouze deterministické) vs.
pozdní (deterministické i stochastické) a somatické (deterministické i stochastické) vs.
genetické (pouze stochastické).
3.4.1 Genetické poškození buněk (stochastické účinky)
Jak již bylo nastíněno výše, mezi stochastické následky radiačně vyvolaných mutací patří
nádorové bujení a vrozené vývojové vady u potomstva. Léze v DNA mohou být neúspěšnou
opravou zafixovány a způsobit změny v genomu buňky. Naštěstí jsou reparační mechanizmy
velmi účinné, a navíc ne všechny mutace se v buňce projeví i funkčně. Kódující sekvence
totiž představují jen asi 1 % celé DNA. Kritické úseky DNA (kritické cíle), jejichž mutace
potencují proliferaci buňky a ve svém důsledku způsobují rozvoj nádorového onemocnění,
pak reprezentují procento ještě výrazně menší. A konečně, i když už dojde následkem
(většinou většího množství) mutací k nádorové transformaci buňky, neznamená to ještě, že
tato buňka přeroste v maligní nádor. Organizmy totiž disponují výkonným imunitním
systémem, jenž po poškozených buňkách permanentně pátrá a většinu jich zničí. Jinými
slovy, efekt mutace na úrovni tkání a případně celého organizmu (úmrtí na nádor) nastane
pouze tehdy, byly-li v DNA zasaženy a poškozeny určité kritické cíle (kap. 3.2.4) v příhodné
kombinaci a transformované buňky nebyly následně rozpoznány jako pro organizmus
nebezpečné62
. Vzhledem k náhodné povaze interakce záření s DNA nemůžeme předem určit
které geny a jak budou zářením poškozeny, natož pak, jaký bude budoucí vývoj této buňky a
osud organizmu. S ohledem na jedince lze proto pouze odhadnout riziko, s jakým u něho
malignita vypukne při dané absorbované dávce, protože pravděpodobnost zasažení kritických
cílů s dávkou úměrně roste. Stochastické účinky jsou unikátní tím, že se projevují (vrozené
vývojové vady) také u neozářeného potomstva ozářených rodičů, byly-li u nich zasaženy
gamety.
Stochastické účinky představují pro běžnou populaci největší riziko. Většina lidí je totiž
vystavena pouze nízkým dávkám záření, zato však dlouhodobě či opakovaně (radon v
domech, lékařská vyšetření apod.). Právě v oblasti nízkých dávek (<200 mSv) ale naše
porozumění efektům ionizujícího záření stále pokulhává. Důvodem je zejména skutečnost, že
nízké dávky způsobují jen nepatrné navýšení incidence nádorových onemocnění oproti
                                                            
62
 Některé typy nádorů navíc dnes umíme poměrně dobře léčit. 
neozářené populaci, přičemž nádory vyvolané zářením nelze nijak odlišit od nádorů
vznikajících spontánně nebo následkem jiných všudypřítomných mutagenů a karcinogenů
(volné radikály a metabolity permanentně produkované následkem vitálních buněčných
procesů, chemikálie v životním prostředí – kouření, alkohol, výfukové plyny, chemikálie
unikající při průmyslové výrobě atd.). Záření totiž vyvolává v principu stejné mutace jako tyto
faktory. Lokalizace nádorů není navíc vázána jen na původně ozářenou tkáň (krevní nádory,
metastázy), což ztěžuje retrospektivní analýzu původu nádoru i v případě ozáření jen určité
částí těla.
Dopady nízkých dávek záření lze proto studovat pouze na úrovni populací, v rámci velkých
epidemiologických studií. Ze shromážděných dat od vysoce exponovaných přeživších obětí
jaderného bombardování (Hirošima a Nagasaki) a radiačních havárií (Černobyl, Majak)
vyplynula lineární závislost mezi dávkou záření a rizikem nádorového onemocnění.
Extrapolací těchto dat do oblasti nízkých dávek byl postulován tzv. LNT (Linear NonThreshold)
model, který popisuje riziko stochastických účinků jako lineární bezprahovou
funkci absorbované dávky. Jinými slovy, i nejmenší možná dávka, jež je schopná způsobit
poškození DNA, má zároveň potenciál vyvolat nádorové onemocnění. Pravděpodobnost, že se
tak stane, přitom lineárně roste s dávkou. Objevují se ale i výsledky různých ozařovacích
experimentů a populačních výzkumů, které se v oblasti nízkých dávek od LNT modelu
výrazně odchylují. V závislosti na konkrétní studii a sledovaném efektu záření se přitom
odpověď buněk/organizmu na ozáření posunuje od linearity směrem k hypersenzitivitě nebo
naopak hyposenzitivitě. Pro oba tyto protichůdné závěry přitom existují smysluplná
teoretická opodstatnění. Nízké dávky záření například nemusí stačit k úplné iniciaci
reparačních systémů DNA a/nebo kontrolních bodů buněčného cyklu (hypersenzitivita).
Permanentní stimulace reparačních systémů nízkými dávkami (např. zvýšená radiační zátěž z
podloží) může naopak zefektivnit opravu vznikajících poškození DNA. Další mechanizmy
pak případně fungují i na vyšších organizačních úrovních organizmu (tkáně, orgány, a celé
jejich systémy). Například imunitní buňky aktivované zářením dokážou efektivněji
identifikovat a eliminovat neopravitelně poškozené buňky. Nelze tak vyloučit, že i pro
stochastické účinky (zejména leukémie) existuje určitá prahová dávka, obdobně jako u účinků
deterministických. Extrémní variantou hyposenzitivity je tzv. (radio)hormeze – jev, kdy
v určitém intervalu nízkých dávek pozorujeme dokonce pokles úmrtnosti buněk s rostoucí
dávkou. Předpokládáme, že stimulované reparační systémy si v tomto případě umí lépe
poradit i se spontánně se vyskytujícím poškozením DNA. Na úrovni organizmu pak nabuzený
imunitní systém zlikviduje i prekancerózní nebo nádorové buňky, které se čas od času
objevují u každého člověka a které by jinak zůstaly snáze přehlédnuty. Není proto vyloučeno,
že dávková závislost rizika nádorového onemocnění sleduje v oblastech pod 200 mSv
komplexnější trendy, než jsme doposud předpokládali (Obr. 3.5). Pro účely radiační ochrany
však stále používáme již popsaný bezprahový LNT model, protože je kromě hypersenzitivní
závislosti nejpřísnější a pro výpočty nejpraktičtější. Experimentální studie zatím navíc
neposkytly dostatečně přesvědčivé důkazy pro žádnou z alternativních hypotéz.
Obr. 3.5 Závislost rizika nádorového bujení na dávce záření v oblasti nízkých dávek.
Různé studie popisují bezprahovou lineární závislost (a), hypersenzitivitu (b), hyposenzitivitu/hormezi (c), a
komplexnější závislosti, např. kombinující hypersenzitivitu a hyposenzitivitu (d). Jiné výzkumné závěry
poukazují na existenci prahové dávky i v případě stochastických účinků (e). Po výrazně vyšší prahové dávce se
začínají objevovat také efekty deterministické (f).
Nicméně poznamenejme, že i LNT model je víceméně hypotetický, protože byl navržen na
základě extrapolace dat pro vysoké dávky absorbované s vysokým dávkovým příkonem pro
dávky nízké a většinou chronické nebo opakované. Z fyzikálního pohledu podporuje LNT
model sice opodstatněný předpoklad, že i minimální dávky záření mohou vyvolat poškození
DNA a že každý další zásah zvyšuje pravděpodobnost mutace kritického cíle, nezohledňuje
ale vliv biologických procesů, zejména nejisté chování reparačních systémů v oblasti nízkých
dávek.63
V posledních letech nabývá otázka zdravotního významu nízkých dávek nové aktuálnosti,
jelikož strmě roste expozice osob ionizujícímu záření následkem lékařských vyšetření
(zejména pomocí CT) a nejistoty panují také kolem vlivu záření na kosmonauty v souvislosti
s plánovanými dlouhodobými pilotovanými extraterestriálními lety. Každopádně lze
předpokládat, že upřesnění závislosti riziko – dávka bude mít významné filozofické a
společensko-technické dopady. Pravděpodobnost celoživotního rizika úmrtí na nádorové
onemocnění v důsledku ozáření vyjadřuje tzv. koeficient rizika smrti. Pro efektivní dávku64
                                                            
63
 Pro ilustraci problému s extrapolací dat získaných pro vysoké dávky do oblasti nízkých dávek uveďme
následující přirovnání: Pokud 100 g určité látky zabije po pozření 100 % příjemců a 50 g pak 50 % příjemců,
není vůbec jisté, že 1 g zabije 1 % příjemců. Efekt při takto nízké dávce nemusí být vůbec patrný, nebo se
mohou dokonce projevit léčivé účinky látky.  
64
K odhadu rizika stochastických účinků se používá tzv. efektivní dávka, jejíž hodnota odpovídá součtu
ekvivalentních dávek (HT) absorbovaných jednotlivými orgány, vážených tkáňovým váhovým faktorem (wT).
Tkáňový váhový faktor zde zohledňuje relativní příspěvek jednotlivých tkání a orgánů k riziku
vzniku stochastických účinků díky jejich různé citlivosti k ozáření. Ekvivalentní dávkou pak rozumíme střední
dávku záření absorbovanou daným orgánem (DT) která je již vztažena k radiobiologickému účinku (RBU) daného
typu záření, vyjádřenému pomocí radiačního váhového faktoru (wR) (viz kap. 3.5.1). Výpočet efektivní dávky lze
tedy provést podle vzorce 𝐸 ∑ 𝐻 𝑤 = ∑ 𝐷 𝑤 𝑤 [Sv, sievert]. Jednotkou efektivní a ekvivalentní dávky je
1 Sv je v současnosti uváděna hodnota 550.10-4
Sv-1
, což znamená, že při vystavení 10 000
lidí ionizujícímu záření o dávce 1 Gy jich 550 zemře na rakovinu způsobenou ozářením. Mezi
nejvnímavější tkáně/orgány ke stochastickým účinkům patří kostní dřeň a lymfoidní orgány,
žaludek, tlusté střevo a plíce. V kontextu opakovaných mamografických vyšetření u žen
s rizikem rakoviny prsu, často s defektními reparačními mechanizmy DNA, stojí za zmínku
relativně nový poznatek, že vysokou citlivost vykazuje i mléčná žláza.
3.4.2 Radiační mutageneze a karcinogeneze
Proces, během kterého iniciální poškození DNA přechází v nádorové onemocnění, můžeme
zjednodušeně vysvětlit tzv. klonální expanzí, neboli postupnou akumulací mutací v buňkách
a následným rozrůstáním se stále agresivnějších klonů premaligních buněk65
. Takto postupný
vývoj nádorů vysvětluje, proč od ozáření do vypuknutí choroby uplynou často i desítky let,
zejména v případě solidních nádorů. Někdy však stačí už prvotní defekt DNA k vyvolání
úplné nádorové transformace buňky. Typickým příkladem jsou leukémie, jak již bylo popsáno
v kapitole 3.2.4 (odstavec „Kritické cíle DNA a následky jejich zasažení“). Leukémie a
lymfomy se proto po ozáření objevují obecně dříve než nádory solidní, často jako sekundární
malignity po radioterapeutické nebo chemoterapeutické léčbě jiných nádorů. Jen pro úplnost
budiž uvedeno, že nejen leukémie a lymfomy ale i některé solidní nádory může způsobit
jediná katastrofická událost. Nedávno byla objevena tzv. chromothripsis, při níž ze zatím
nejasné příčiny dochází k mnohonásobné fragmentaci jednoho či více chromozomů66
.
Následně se chromosomální fragmenty spojují do velmi komplexních karyotypů, a pokud
buňky přežijí, získávají obvykle vysoký onkogenní potenciál.
Z výše uvedeného vyplývá, že z hlediska závažnosti nádorových onemocnění není důležité,
z kolika iniciálních mutací nádor pochází, ale pouze to, které konkrétní mutace se nádorovým
buňkám během karcinogeneze podařilo nakumulovat. Protože se vzrůstající dávkou roste
množství mutací v buňce a počet postižených buněk, stupňuje se i riziko vzniku nádoru
(nikoliv však jeho klinická závažnost). Je také zřejmé, že se účinky jednotlivých expozic
                                                            
v obou případech Sv, který má stejný rozměr jako Gy (J.kg-1
), jeho použití však poukazuje na skutečnost, že
vyjádřená hodnota již zohledňuje relativní biologickou účinnost záření.
65
Zafixování unikátních souborů mutací v jednotlivých buňkách způsobí diferenciaci buněčné populace do
různých klonů. Část buněk si zachová normální vlastnosti, některé budou jen nepříliš životaschopné, ale jiné získají
výrazné růstové výhody. S postupem času rychleji rostoucí (premaligní) klony přerůstají ostatní buňky ve tkáni a
kumulují další mutace. U některých buněk ozáření navíc vyvolá i opožděnou genetickou nestabilitu,
charakteristickou výrazně vyšší mutační aktivitou, než odpovídá absorbované dávce. Tyto faktory eskalují další
kumulaci mutací, u již tak postižených buněk a postupnou pozitivní 
66
 Chromothripsis způsobuje např. významnou část případů myelodysplastického syndromu (MDS), který je 
častou sekundární malignitou. 
sčítají po celý život. Z hlediska střádání mutací a nádorového bujení proto nezáleží na tom,
zda byl organizmus ozářen jednorázově či protrahovaně.
3.4.3 Smrt buněk (deterministické účinky)
Deterministické účinky jsou zjednodušeně řečeno opakem výše popsaných účinků
stochastických. Dochází k nim následkem smrti většího množství buněk ve tkáni, než které
může být sebeobnovovacími mechanismy nahrazeno. Jedná se tedy o účinky prahové –
zaznamenáváme je až po překročení určité (prahové) dávky, která je charakteristická pro
jednotlivé symptomy. Po vystavení organizmu nebo jeho části nadprahovým dávkám se
příslušné radiační syndromy, na rozdíl od stochastických účinků, projeví u každého ozářeného
jedince. Pokud se bude dávka dále zvyšovat, poroste tentokrát namísto pravděpodobnosti
postižení (stochastické účinky) jeho závažnost a zároveň se bude zkracovat doba mezi
ozářením a klinickou manifestací symptomů. Na buněčné úrovni poškodí prahová dávka
určitou frakci ozářených buněk, jež se bude zvětšovat s absorbovanou dávkou sigmoidálně.
Sigmoidální průběh má proto i závislost závažnosti deterministických účinků na dávce. Oblast
křivky, kde se její další vzestup zastavuje, odpovídá smrti jedince.
Zejména s ohledem na radioterapii nádorů je důležité, že klinický projev deterministických
účinků nezávisí jen na dávce, ale také na charakteru expozice. Rozložením dávky do vícera
frakcí (frakcionovaná terapie) se riziko akutních nežádoucích efektů významně snižuje oproti
stejně velké dávce absorbované jednorázově – prahové dávky se zvyšují. Prahové dávky pro
pozdní (chronické) deterministické účinky, které se rozvíjí po opakovaném vystavení
subakutním dávkám ionizujícího záření, jsou vždy výrazně (2–10x) vyšší než prahové dávky
pro vysoké jednorázové expozice. Důvod spočívá v tom, že v meziobdobích mezi expozicemi
dochází k repopulaci tkáně novými buňkami.
Z mechanizmu deterministických účinků zákonitě vyplývá, že se týkají pouze ozářené tkáně a
na rozdíl od stochastických účinků mají charakteristický klinický obraz. Lze je tedy
spolehlivě odlišit od obdobných syndromů neradiačního charakteru. Vzhledem k jejich
povaze (poškození tkání a orgánů) mohou být deterministické účinky pouze somatické a ani
při zasažení pohlavních buněk se nepřenášejí do potomstva67
. Zde je však třeba si uvědomit,
že manifestaci deterministických efektů vždy doprovází latentní riziko účinků stochastických,
které při dávkách potřebných k vyvolání deterministického poškození již zdaleka není
zanedbatelné (viz kap. 3.4.1).
                                                            
67
 Poškození pohlavních buněk se projeví pouze sníženou fertilitou rodičů. 
Důsledky odumírání poškozených buněk se po vysokých jednorázových dávkách (v řádu
jednotek Gy) projevují již brzy po ozáření, obvykle do několika dnů či týdnů. Při jednorázové
celotělové expozici 5 Gy lze očekávat smrt 50 % ozářených osob obvykle do 20 až 30 dnů.
Ve zvláště závažných případech (desítky Gy celotělově) člověk umírá ihned po ozáření, díky
okamžité denaturaci a dezintegraci buněk. Dávky záření gama vedoucí k úmrtí 50 %
ozářených jedinců (LD50) jsou pro vybrané organizmy uvedeny a vzestupně seřazeny
v tabulce 3.1. Při vyšších celotělových dávkách předchází efektu vymírání buněk ještě
klinické symptomy reflektující podráždění regulačních center organizmu produkty radiolýzy
vody (nevolnost, nadměrná únava). V závislosti na dávce, charakteru expozice a ozářené části
těla však mohou mít deterministické účinky i pozdní, případně chronický charakter.
Tabulka 3.1 Dávky LD50/30
68
pro záření gama a různé organizmy.
Je třeba upozornit, že hodnoty LD50 se pro některé organizmy v literatuře výrazně liší.
organizmus LD50 (Gy) organizmus LD50 (Gy)
člověk 2,5–4 plazi (zmije) 80–200
opice 2,5–6 rostliny 3–500
pes 2,5–4 houby 300–500
prase 2,5–3,5 štíři 500–600
skot, kůň,
koza
5,5–6,5 nematoda 50–1000
králík 7,5 – 8
hmyz (dospělí
jedinci)
100–2000
netopýr
5–7,5
(LD100 150)
želvušky
(Tardigrade)
4200
hlodavci 5–11 prvoci 1000–5000
ptáci, drůbež 4–12 (20)
Deinococcus
radiodurans
5000–12 000
žába 5–14 Micrococcus
radiodurans
7500
ryby 8 – 20
mlži, plži 50–200 Halobacterium >11 000
                                                            
68
Dávka LD50/30 vede ke smrti 50 % ozářených jedinců do 30 dnů po expozici.
Důležitým faktorem rozhodujícím o časovém průběhu tkáňové odpovědi na ozáření je i typ
buněk, ze kterých se tkáň skládá, respektive jejich mitotická aktivita. Různé buněčné typy se
vyznačují různou citlivostí k ionizujícímu záření. Obecně citlivější jsou rychle se dělící
buňky, např. aktivní kostní dřeň, střevo, lymfoidní orgány a slizniční epitely. Rychle se dělící
populace obsahují mnoho mitotických buněk, které trpí ozářením více než buňky v ostatních
fázích buněčného cyklu. Neustálé dělení zároveň poskytuje jen krátký čas pro reparaci
poškozené DNA a celkovou rekonvalescenci buněk. Ozáření výrazně proliferujících tkání se
tak projeví již v krátké době po ozáření (díky smrti mnoha buněk), zároveň ale může být
rychle opraveno prostřednictvím buněčné repopulace. Opačné chování pak charakterizuje
pomalu proliferující tkáně – jejich poškození se manifestuje až po delší latentní periodě a hojí
se jen pomalu, případně nabývá i chronického charakteru.
Na závěr ještě budiž zdůrazněno, že citlivost některých buněčných typů k deterministickým a
stochastickým účinkům záření se výrazně liší. Například oční čočka snadno podléhá
radiačnímu šedému zákalu69
, a přitom není znám žádný případ rakoviny čočky. Pro přehled a
podrobný popis deterministických a stochastických účinků odkazujeme čtenáře na příslušnou
kapitolu této knihy.
3.4.4 Smrt ozářených buněk
Neopravitelně poškozené buňky iniciují v závislosti na dávce záření a buněčném typu různé
mechanizmy buněčné smrti. Pro vysoké dávky (desítky až stovky Gy) celkově poškozující
buněčný obsah je charakteristická okamžitá smrt nekrózou (interfázní nebo též
intermitotická smrt). Nekróza začíná řádově v minutách po ozáření a končí rozpadem buněk
s následným rozvojem zánětu. Produkty rozpadlých buněk a mediátory zánětu přitom
negativně ovlivňují další buňky ve svém okolí.
Obecně nejčastější formu smrti buněk vystavených ionizujícímu záření však představuje smrt
mitotická. Část vědecké obce interpretuje tento termín poměrně široce, jako nemožnost
buňky dále se dělit poté, co buňka přežila akutní fázi po ozáření, avšak nezvládla opravit
poškozenou DNA, a došlo u ní proto k zástavě buněčného cyklu. Buňky tedy mohou ještě
nějaký čas přežívat a vykonávat své funkce předtím, než zemřou apoptózou nebo nekrózou.
Tento scénář však odpovídá spíše přechodu buněk do senescence. Při užším pohledu na
mitotickou smrt buňka umírá následkem chromozomálních aberací způsobujících kolaps
buněčného dělení. Buňky překonají blok buněčného cyklu a vstoupí do mitózy, aniž by
                                                            
69
Prahová dávka pro vznik šedého zákalu oční čočky je 0.5 Gy pro jednorázovou dávku a 5–5,5 Gy pro
protrahovanou expozici.
dokončily opravu DNA. Smrt nastává kvůli nemožnosti odseparovat poškozené a nepatřičně
pospojované chromozomy (mitotická katastrofa). Bez ohledu na přesnou definici mitotické
smrti se její klinické symptomy projeví vždy až s určitým odstupem od ozáření, jehož délka
odpovídá času potřebnému ke vstupu dostatečného množství buněk ve tkáni do mitózy. Doba
latence proto výrazně závisí na typu ozářené tkáně.
Apoptóza je geneticky naprogramovaná smrt buňky, která kromě dalších funkcí zajišťuje
ochranu organizmu před nádorovým bujením. Pokud reparační systémy nezvládnou správně
opravit poškozenou DNA, vyhodnotí buňka situaci jako nebezpečnou z hlediska zachování
integrity genomu. Raději tedy spáchá sebevraždu, než aby dovolila přenos potenciálně
karcinogenních mutací do dalších buněčných generací, a ohrozila tak celý organizmus.
Apoptózou po ozáření umírají především radiosenzitivní buňky, například lymfocyty.
Senescence představuje mírnější, avšak též účinný ochranný mechanizmus, při kterém se
buňky trvale přestávají dělit, aniž by podlehly smrti. Senescentní buňky dokážou do určité
míry zastávat potřebné funkce, a okamžité následky pro tkáně a orgány jsou proto menší než
při úmrtí buněk. Z dlouhodobějšího pohledu ale senescentní buňky vykazují aberantní
biologické aktivity a tkáně trpí především sníženou sebeobnovovací a hojivou schopnosti
(například po zranění). Z pohledu radioterapie se „ústup“ buněk do senescence považuje za
veskrze pozitivní. Nové poznatky však nevylučují možnost, že některé senescentní buňky
mohou za určitých okolností opět zahájit proliferaci. S ohledem na karcinogenezi (obecně) by
tak vzhledem ke svému poškození představovaly pro organizmus časovanou bombu.
3.5 Faktory ovlivňující radiační poškození buněk a buněčnou odpověď na ozáření
Biologický účinek záření závisí na mnoha faktorech. Kromě již diskutované dávky a
dávkového příkonu mají zásadní význam také fyzikální parametry záření, typ ozářených
buněk a jejich fyziologický stav (fáze buněčného cyklu, struktura chromatinu apod.).
3.5.1 Vliv typu ionizujícího záření na poškození DNA
V dosavadním textu jsme při zkoumání účinků ionizujícího záření zohledňovali pouze
absorbovanou dávku. Absorbovaná dávka je však makroskopická veličina, která nám neříká
nic o tom, jakým způsobem byla energie v buňce deponována. A právě v tom se různé typy
ionizujícího záření v důsledku svých unikátních fyzikálních charakteristik zásadně odlišují.
Záření gama a rentgenové záření jsou svou povahou proudy vysokoenergetických fotonů (tj.
patří mezi elektromagnetická záření), takže nenesou žádný náboj, mají nulovou klidovou
hmotnost, šíří se rychlostí světla a okolní prostředí ionizují pouze nepřímo. Průchod látkou
proto oba tyto typy záření brzdí jen minimálně, takže v ní dosahují dlouhého doletu a
ionizační události se řídce rozprostírají podél celé dráhy letu částice. Na opačném pólu
fyzikálních vlastností stojí neutronové záření, záření alfa a urychlené těžké ionty. Neutrony
jsou nenabité částice, které interagují výhradně s atomovými jádry, což vede k jejich
rychlému zpomalování. Jednotlivé ionizace se tak koncentrují podél relativně krátké dráhy.
Neutrony proto ve srovnání se zářením gama nebo X ionizují podstatně hustěji, přestože
pouze nepřímo. Ještě vyšší hustotu ionizací vykazují těžké nabité částice – záření alfa (jádra
hélia) a urychlené těžké ionty. Hustotu, s jakou záření předává svou energii prostředí,
popisuje již dříve uvedená veličina LET (lineární přenos energie). Na základě LET dělíme
záření na typy s nízkým LET (paprsky  a X, záření )70
, jež při průchodu tkání vytváří asi
100 iontových párů/m, a typy s vysokým LET (neutrony, částice , urychlené ionty), jež
generují až 2000 iontových párů/m.
Fyzikální vlastnosti různých typů ionizujícího záření se samozřejmě promítají do charakteru
poškození DNA na mikroskopické úrovni. Protože nenabité fotony (gama, X) předávají svou
energii okolnímu prostředí mnohem neochotněji než např. nabité těžké urychlené částice (viz
výše), musí pro dosažení stejné absorbované dávky dopadnout na buňku výrazně větší počet
fotonů než těžkých částic. Připočteme-li k tomu ještě rozdílný efekt LET na distribuci
ionizačních událostí a interakcí s DNA podél dráhy průletu částice jádrem, získáme pro
fotony a těžké ionty mikrodozimetricky neporovnatelný obraz poškození buněčného jádra a
DNA. Ten se významně odrazí i v cytogenetických a biologických dopadech ozáření.
Charakteristickým typem radiogenetických defektů po expozici fotonovému záření budou
jednoduché interchromozomální aberace, víceméně homogenně rozptýlené po celém
jádře71
. V buňkách vystavených těžkým iontům naopak převáží složité komplexní a
mnohočetné aberace, postihující zejména vzájemně sousedící chromozomy zasažené
prolétávající částicí, a intrachromozomální přestavby. Důvodem je koncentrace velkého
množství zlomů (a jiných poškození) DNA v malých objemech podél dráhy letu částic.
Z výše popsaných cytogenetických pozůstatků ozáření lze vyvodit, že schopnosti buněk opravit
a vyrovnat se s radiačním poškozením DNA výrazně závisí na LET a případně i dalších
parametrech absorbovaného záření. Komplexní DSB se evidentně opravují jen velmi obtížně,
přičemž hrozí vysoké riziko ztráty genetické informace, nesprávného spojení konců
                                                            
70
LET není pro fotonová záření definováno; je-li proto LET použito v kontextu těchto záření, odkazuje na LET
indukovaného sekundárního záření.
71
 Přestože euchromatin vykazuje oproti heterochromatinu vyšší citlivost k poškození volnými radikály (kap.
3.5.3), distribuci lézí DNA v buněčném jádře můžeme pro záření s nízkým LET (gama, X) považovat víceméně
za homogenní, zejména ve srovnání se situací po expozici buněk záření s vysokým LET. 
fragmentované DNA, a často i celkového selhání reparace. Většina vědců se proto přiklání
k hypotéze, že právě schopnost hustě ionizujícího záření indukovat komplexní dvouřetězcové
zlomy, nebo dokonce klastry těchto poškození, nejlépe vysvětluje jeho vysoký radiobiologický
účinek. Smrt buňky po ozáření hustě ionizujícím zářením je proto také mnohem méně než
v případě řídce ionizujícího záření ovlivněna stavem buňky a jejími možnostmi reparovat běžné
dvouřetězcové zlomy. Hustě ionizující záření také tolik nespoléhá na reaktivní radikály, což má
zásadní význam např. při radioterapii hypoxických nádorů. Pomocí hustě ionizujícího záření
můžeme proto efektivněji likvidovat i nádorové buňky rezistentní ke konvenční léčbě paprsky
gama nebo X. Na druhou stranu ale nelze vyloučit vyšší riziko sekundárních malignit, na což
poukazuje i nadměrný výskyt nádorových onemocnění u osob s komplexními změnami
karyotypu po expozici hustě ionizujícímu záření72
(např. pracovníci závodu Majak na výrobu
plutonia).
Schopnost záření poškozovat DNA a usmrcovat buňky se zvyšuje s LET až do hodnoty asi
100–200 keV/µm, dle typu částice. Nad touto hodnotou se již projevuje tzv. overkill efekt,
v jehož důsledku se závislost obrací a biologická účinnost záření s LET klesá. Jak totiž LET
roste, zbavuje se záření energie ve stále větších „kvantech“. Tomu odpovídá i stupňující se
komplexita defektů DNA v oblastech jednotlivých depozic energie, zároveň se ale snižuje
počet depozičních míst. Při překročení uvedené hodnoty LET tak dochází k situaci, kdy další
nárůst komplexity vytvářených lézí DNA již dále nepřispívá k účinnějšímu zabíjení buněk a
dominantní vliv získává naopak úbytek počtu depozičních míst energie (tj. buněk zasažených
zářením). Jinými slovy, na zabití některých buněk vynaloží záření zbytečně mnoho energie,
která pak chybí na eliminaci buněk zbývajících.
Aby bylo možné zohlednit výše popsané rozdíly v charakteru depozice energie a porovnávat
expozice jednotlivým druhům ionizujícího záření s ohledem na jejich biologickou
nebezpečnost, násobí se absorbovaná dávka ještě tzv. radiačním váhovým faktorem (wR)73
.
Tato bezrozměrná veličina vyjadřuje, kolikrát je dané záření účinnější než záření gama nebo
X. Pro záření gama se tedy wR = 1. Totéž platí pro fotony obecně, elektrony a miony. Pro
protony se pak uvádějí hodnoty 2–5, pro neutrony 2–20 (v závislosti na energii) a pro částice
alfa, štěpné fragmenty a těžké ionty 20. Součin absorbované dávky a wR označujeme jako
                                                            
72
 Využití těžkých iontů v medicíně ale naráží i na další problémy (ekonomické – je velmi drahé; fyzikální –
např. dochází k fragmentaci částic; a biologické – problematické lokalizace a pohyb nádorů během ozařování
atd.) a neposkytuje bohužel univerzální naději všem onkologickým pacientům. Každý typ záření se tak lépe hodí
pro jiný typ nádoru. 
73
podobně se můžeme setkat i s tzv. dávkovým ekvivalentem (Q), který je však jinak definován; číselně ale
koresponduje s wR
ekvivalentní dávku. Ta má již výpovědní hodnotu z hlediska biologických účinků dané
expozice (viz též poznámka pod čarou č. 64) a vyjadřujeme ji v sievertech [Sv]. Kromě
radiačního váhového faktoru a dávkového ekvivalentu byla za účelem kvantifikace
biologických účinků různých záření zavedena také veličina pojmenovaná jako
„radiobiologická účinnost záření“ (RBU)(1).
(1) 𝑅𝐵𝑈 ; kde DR je dávka záření referenčního a DZ dávka záření zkoumaného vedoucí
ke stejnému biologickému efektu jako DR.
V radiobiologii bývají radiační váhový faktor a RBU (v anglické literatuře RBE) často volně
zaměňovány, což však není zcela správné. RBU není pouze charakteristikou daného druhu
záření – kromě parametrů samotného záření se vztahuje ke specifickému biologickému
účinku, buněčnému typu a charakteru expozice (např. dávce a dávkovém příkonu). Radiační
váhový faktor lze proto chápat spíše jako veličinu, umožňující odhad RBU.
Obr. 3.6 Distribuce ionizací a lézí DNA po expozici buněk řídce (a) a hustě (b) ionizujícímu záření
3.5.2 Vliv buněčného cyklu na poškození DNA
Citlivost buněk výrazně kolísá v průběhu buněčného cyklu. Nejcitlivější jsou buňky
procházející dělením, tedy zrovna se nacházející v mitotické fázi. Citlivě reagují také buňky
v pozdní fázi G2, případně i G1, mají-li dlouhý buněčný cyklus. Jako nejrezistentnější se
naopak jeví buňky S-fázní, což může být poměrně překvapivé, vezmeme-li v potaz intenzívně
probíhající replikaci a možný dopad radiačního poškození DNA na tento proces. Určité
vysvětlení poskytují hladiny sloučenin se sulfhydrylovými skupinami, jež se během
buněčného cyklu výrazně mění. Tyto sloučeniny fungují jako přirozená radioprotektiva
schopná vychytávat volné radikály, přičemž jejich koncentrace nejvíce stoupá právě v S fázi a
klesá v M fázi buněčného cyklu. Dalším důvodem zvýšené citlivosti mitotických buněk
k záření je porušení struktury chromozomů v té nejméně vhodné době, kdy se separují do
dceřiných buněk. Co se však děje s poškozenou DNA v mitóze, není úplně známo. Starší
práce popisují zastavení reparačních pochodů s tím, že k opravě lézí DNA dochází teprve
v následují fázi G1. Novější studie pak připouštějí určitou aktivitu reparačních systémů i
v mitóze, přesto ale poukazují na tvorbu anafázních mostů, chromozomových aberací,
známek genomické nestability nebo dokonce mitotickou katastrofu. Ať už se ale jedná o nižší
efektivitu reparace nebo její dočasnou absenci, obě tyto možnosti dobře vysvětlují zvýšenou
citlivost mitotických buněk k záření.
3.5.3 Vliv struktury chromatinu na poškození DNA
Mitóza představuje jen krátké období v životním cyklu buňky. Většina buněk ve tkáni je tak
ozářena v období mezi mitózami, během tzv. interfáze. V interfázních jádrech se chromozomy
vyskytují v méně kondenzované formě než v mitóze – vytvářejí tzv. chromozomální teritoria,
která mohou být např. promocí fluorescenční in situ hybridizace (FISH) vizualizována jako
různě velké, prostorově ohraničené chromatinové domény. Starší představa o zcela
dekondenzovaných molekulách DNA volně plujících v buněčném jádře jako nudle v polévce
je tedy zcela lichá. Obdobně jako na metafázních chromozomech lze i v teritoriích
interfázních chromozomů rozlišit různé strukturně-funkční subdomény. Zejména se jedná o
heterochromatin a euchromatin. Kondenzovaný heterochromatin obsahuje jen málo
transkribovaných genů, intenzívně se barví barvivy DNA (DAPI, TOPRO3, apod.) a váže se
na něj mnoho proteinů. Dekondenzovaný euchromatin je naopak geneticky aktivní a vykazuje
oproti heterochromatinu obecně opačné strukturní a funkční vlastnosti. Názory na citlivost
heterochromatinu a euchromatinu k záření se vyvíjely po mnoho let. Dnes se zdá
nejpravděpodobnější, že za běžných podmínek (záření  nebo X) trpí radiačním poškozením
více euchromatin. Proteiny asociované s heterochromatinem (např. HP1) totiž lépe stíní DNA
proti volným radikálům (uvolňujícím se radiolýzou vody), jejž v případě záření  nebo X
způsobují největší újmu. Navíc těchto radikálů vzniká v kondenzovaném heterochromatinu
méně než ve hydratovaném euchromatinu. Uvedené protektivní faktory nicméně ztrácejí svůj
význam v buňkách ozářených hustě ionizujícím zářením, kde dominuje jeho přímý efekt.
Poškození DNA prostřednictvím samotných (primárních i sekundárních) částic záření totiž
nemůže zabránit žádná struktura chromatinu. Kondenzovaný heterochromatin navíc pro
záření (s vysokým LET) poskytuje mnohem více terčů na jednotku objemu než euchromatin.
S ohledem na biologické účinky záření se tak odhaluje nejen důležitost struktury chromatinu
obecně, ale i provázanost interakcí mezi strukturou chromatinu a fyzikálními vlastnostmi
záření.
Různá citlivost strukturně a funkčně odlišných chromatinových domén k indukci lézí DNA
však není jediným fenoménem, který stojí za to v souvislosti s vlivem struktury chromatinu na
biologické účinky záření prezentovat. Struktura chromatinu, a zejména pak výše popsaná
architektura buněčného jádra, totiž hrají zásadní úlohu i v mechanizmu tvorby
chromozomálních aberací. Například pro chromozomální translokace se dříve předpokládalo,
že riziko chromozomálních výměn mezi specifickými geny závisí čistě na jejich vzájemné
prostorové vzdálenosti v buněčném jádře. Novější výsledky však naznačují, že
pravděpodobnost určité translokace (nebo jiné aberace) významně ovlivňují také struktura a
organizace chromatinu v oblasti jádra mezi potenciálně translokovanými lokusy. Ilustrativní
příklad popisuje Obr. 3.7. Struktura chromatinu má zásadní dopad také na reparaci DNA (viz
níže).
Obr. 3.7 Vliv struktury chromatinu a architektury buněčného jádra na vnik chromozomálních translokací. Podle
původní hypotézy pravděpodobnost translokace mezi dvěma geny závisela pouze na jejich vzájemné vzdálenosti
v buněčném jádře. V nastíněné situaci by tedy translokace nejčastěji probíhala mezi lokusy C a B, které jsou si
nejblíže. Nové poznatky ale poukazují i na zásadní vliv struktury chromatinu vyššího řádu. Např.
heterochromatinová bariéra mezi lokusy C a B brání jejich vzájemné interakci. Dekondenzace chromatinu
během reparace DNA navíc nutí tyto lokusy expandovat do jiných oblastí buněčného jádra. V případě lokusů A a
C struktura chromatinu naopak podporuje jejich expanzi do společného jaderného prostoru, a tudíž i možnost
translokace. Šance na vytvoření translokace je tak vyšší pro lokusy A a C, přestože lokusy C a B jsou si v
buněčném jádře původně blíže. Lokus D je už patrně příliš vzdálen, než aby mohl s ostatními (A a C) běžně
interagovat (podrobněji viz doporučená literatura, Falk et al., Mutation Research - Reviews in Mutation
Research, 2010).
3.6 Opravy poškozené DNA
I malé množství defektů v molekule DNA vede k zástavě buněčného cyklu prostřednictvím
stimulace jeho kontrolních bodů (cell cycle checpoints). Buňka tím získává čas ke spuštění
robustní odpovědi na ozáření. Tato odpověď zahrnuje především aktivaci sítě biochemických
drah zaměřených na opravu a zachování funkce nejkritičtější buněčné molekuly, DNA. Pokud
poškození překročí kritickou mez nebo jeho oprava selže, uvádí buňka v činnost sebevražedné
biochemické dráhy vedoucí k apoptóze. Svým sebeobětováním tak zabrání přenosu
potenciálně nebezpečných mutací do následujících buněčných generací. Je tedy zřejmé, že
efektivita reparačních systémů má rozhodující vliv na osud ozářené buňky. Neúčinná reparace
může vyústit ve smrt mnoha buněk a akutní poškození deterministického charakteru, zatímco
nepřesná reparace způsobí efekty stochastické. Existuje celá řada vrozených mutací
reparačních genů, jejichž přítomnost se manifestuje různě závažnou radiosenzitivitou
postižených jedinců a predispozicí k nádorovým onemocněním. Aby dokázaly buňky odolávat
neustálému mutačnímu tlaku, „vyvinuly si“ v průběhu evoluce celou řadu reparačních
systémů, z nichž každý se přednostně opravuje jiný typ lézí DNA. Komplexnější popis
reparačních procesů a jejich provázanosti přesahuje možnosti této kapitoly. Zjednodušeně
jsou základní principy reparačních procesů ilustrovány v kapitolách níže.
3.6.1 Opravy bazí a nesprávně spárovaných nukleotidů
Poškozené baze a špatně spárované nukleotidy patří mezi snáze opravitelná poškození DNA,
protože postihují jen jeden její řetězec. Na chemicky modifikované (oxidované, alkylované, či
jinak defektní) baze cílí bázová excizní reparace (BER). Trochu v rozporu s názvem této
reparační dráhy však BER nevyštěpuje z DNA pouze samotné abnormální baze, nýbrž celé
nukleotidy74
. Vzniknuvší mezery v DNA jsou následně zaplněny nukleotidy novými,
komplementárními k bazím v protilehlém (nepoškozeném) řetězci.
K opravě lézí DNA, které působí výrazné konformační distorze DNA molekuly, slouží
nukleotidová excizní reparace (NER). Specializuje se například na pyrimidinové dimery
(UV záření), objemné adukty proteinových radikálů a dalších reaktivních chemikálií na DNA
nebo léze objevující se následkem zesíťování DNA prostřednictvím křížových vazeb mezi
nukleotidy (DNA crosslinks). V některých případech může zastoupit i BER, je-li tato dráha
nefunkční. Existují dvě rozdílné varianty NER, z nichž jedna je funkčně vázána na
transkripci. Obecně ale NER probíhá obdobně, jako BER, s tím rozdílem, že během NER
dochází k vyštěpení rozsáhlejších úseků (12–13 nt) poškozeného řetězce DNA.
Oprava chybného párování bazí (mismatch repair, MMR) se zaměřuje na nukleotidy, jež
byly do DNA řetězce nesprávně zařazeny během replikace75
a unikly korekturní
(proofreading) aktivitě samotné DNA polymerázy. Substrátem pro MMR jsou také tzv. IDL
smyčky (insertion-deletion loops), příležitostně se tvořící v DNA následkem drobných inzercí
nebo delecí po nepřesné replikaci. Protože špatně spárované nukleotidy nemusí být
poškozeny, vyvstává zde zásadní problém, jak identifikovat řetězec s nezměněnou genetickou
informací. Princip, na jakém buňka toto rozhodnutí činí, byl zatím spolehlivě popsán pouze u
gramnegativních baktérií. E. coli využívá například skutečnosti, že nově syntetizovaný řetězec
DNA ještě nestihl být metylován na adeninu v sekvencích GATC. Proteiny podílející se na
MMR umí tuto metylaci detekovat, a odstranit tak nepatřičný nukleotid ze správného řetězce.
U člověka je nově syntetizovaný řetězec rozpoznán patrně dle jednořetězcových zlomů, které
v něm vznikají během replikace. Aby mohlo dojít k nalezení nejbližší sekvence GATC nebo
                                                            
74
Mechanizmus BER: enzymy zahrnuté v BER nejdříve odštěpí poškozenou bazi za vzniku abazického místa,
poté za abazickým místem vytvoří v cukr-fosfátové páteři DNA jednořetězcový zlom, na uvolněný konec DNA
přidají správný nový nukleotid s nepoškozenou bazí, odstraní původní deoxyribózu s fosfátovým zbytkem, a
nakonec opět DNA řetězec spojí.
75
 Např. adenin (A) byl namísto cytozinu (C) vložen oproti guaninu (G). 
zlomu řetězce, musí MMR odseparovat a následně odstranit ještě delší (∼1000 nt) úseky
DNA než NER. V některých případech vedou aktivity MMR k sekundární tvorbě
dvouřetězcových zlomů, takže je pak nezbytné opravu DNA dokončit pomocí homologní
rekombinace. Nejen tato skutečnost poukazuje na vzájemnou kooperaci a provázanost
jednotlivých reparačních drah, jež v poslední době vyplouvá stále více na povrch. BER se
může například spolupodílet na opravách zkřížených vazeb DNA a oxidovaných bazí a také
buněčné signalizaci po poškození DNA.
3.6.2 Opravy zlomů DNA
Zatímco jednořetězcové zlomy DNA (SSB) dokáže buňka jednoduše a rychle spojit,
dvouřetězcové zlomy (DSB) představují díky současnému přerušení obou řetězců v jednom
místě molekuly DNA vůbec nejhůře opravitelné léze indukované ionizujícím zářením.
Existují dva základní mechanizmy reparace DSB – nehomologní spojování konců (NHEJ)
a homologní rekombinace (HR). Liší se zejména využitím homologního templátu, tj.
sesterské chromatidy, jež umožňuje přesnou rekonstrukci původní genetické informace.
NHEJ (z anblického non-homologous end-joining) prostřednictvím komplexu DNA ligázy IV
jednoduše spojí volné konce DNA, v případě radiačně indukovaných DSB většinou po jejich
předchozím „začištění“76
. Jinými slovy, opravné kroky na rozdíl od homologické
rekombinace nezávisí na přítomnosti nepoškozené chromatidy. To s sebou přináší řadu výhod
i nevýhod. NHEJ vyniká především rychlostí a probíhá ve všech fázích buněčného cyklu.
Proto tento způsob opravy převažuje u vyšších eukaryot, jejichž genomy často dosahují
velkých rozměrů. Lze totiž předpokládat, že i v takto velkých genomech stihne tento
mechanizmus eliminovat rozsáhlá poškození v natolik krátké době, aby se zabránilo masivní
tvorbě chromozomálních aberací a smrti buňky. NHEJ navíc vykazuje značnou substrátovou
robustnost a schopnost spojit i chemicky různě modifikované konce DNA. Za rychlost a
univerzálnost však NHEJ platí výrazně nižší přesností reparace oproti HR. V případě
endogenně indukovaných DSB se nejedná o příliš závažný problém, jelikož není před
vlastním spojením konců vyžadováno jejich enzymatické opracování, a NHEJ tak funguje
relativně spolehlivě. Ionizující záření ale indukuje strukturně problematičtější dvouřetězcové
zlomy, jejichž konce nejde většinou spojit bez předchozího „začištění“. Často navíc vznikají i
výrazně komplexní léze77
a mnohočetné zlomy DNA, jež představují pro reparační
                                                            
76
 Na 3‘‐ konci řetězce DNA musí být –OH skupina a na 5‘‐konci fosfátový zbytek. 
77
 Komplexní léze kromě DSB v sobě spojují DSB a další typy poškození DNA. 
mechanizmy opravdovou výzvu. V ozářených buňkách se proto nepřesnost NHEJ výrazně
zvyšuje a v podstatě vždy dochází k drobným změnám (zejména krátkým delecím)
genetického materiálu. Komplexita DSB klastrů a lokální fragmentace chromatinu roste s
hodnotou LET záření. Totéž proto platí pro pravděpodobnost a rozsah permanentních
poškození DNA. Naštěstí jen asi 1 % lidské jaderné DNA kóduje geny, a ještě výrazně menší
procento pak geny kritické z hlediska karcinogeneze. Shrneme-li všechna uvedená fakta, lze
tvrdit, že NHEJ účinně chrání buňky (zejména organizmů s velkými genomy) před tvorbou
chromozomálních aberací vedoucích k mitotické smrti buňky, při akceptovatelném riziku
kontaminace genomu potenciálně nebezpečnými mutacemi.
Principiálně odlišným procesem je homologní rekombinace (HR), která využívá sekvence
DNA nepoškozené sesterské chromatidy k přesné rekonstrukci chromatidy poškozené.
Resekční enzymy nejprve z molekuly DNA odstraní dlouhý úsek 5'-řetězce v obou směrech
od místa DSB. Na zlomených koncích DNA se tak vytvoří dlouhé jednořetězcové přesahy 3'řetězců.
Jeden z těchto přesahů se za pomoci příslušných reparačních proteinů (zejména.
RAD51) vmezeří mezi DNA řetězce sesterské chromatidy, kde se na základě
komplementarity bazí k jednomu z nich přichytí. Tímto krokem mají polymerázy zajištěn
templát pro syntézu chybějící části poškozeného řetězce a úplnou obnovu jeho původní
genetické informace. Po proběhnuvší opravné syntéze se takto doplněný řetězec od sesterské
chromatidy uvolní a znovu se spáruje s komplementárním úsekem původního partnerského
řetězce v poškozené chromatidě. Již opravený řetězec nyní poskytuje templát
pro dosyntetizování chybějící části druhého (partnerského) poškozeného řetězce. Alternativně
k tomuto účelu slouží i doposud nevyužitý řetězec DNA nepoškozené sesterské chromatidy.
Ten byl ze své původní dvoušroubovice vytlačen prodlužujícím se prvním poškozeným
řetězcem, a může se tak s druhým poškozeným řetězcem snadno párovat. HR tak postupně
konvertuje původně dvouřetězcový zlom78
na dva vzdálené izolované jednořetězcové zlomy,
které již neohrožují integritu DNA a lze je snadno spojit.
Homologní rekombinace probíhá mnohem složitější a pomalejší než NHEJ, navíc vzhledem
k potřebě sesterské chromatidy pouze v pozdní S a G2 fázi buněčného cyklu. Zato se jedná, až
na určité výjimky, o mechanizmus neskutečně přesný. Předpokládá se, že vzhledem k těmto
charakteristikám využívají HR ke své reparaci zejména aktivní geny, z nichž mnohé jsou
z hlediska mutageneze a ohrožení buňky ionizujícím zářením kritickými cíli. Pro omezení HR
na transkribované geny existuje i další důvod – neaktivní chromatin často obsahuje repetitivní
                                                            
78
 DSB v podstatě odpovídá dvěma jednořetězcovým zlomům vyskytujícím se v komplementárních řetězcích 
DNA v nezájem si víceméně protilehlé poloze. 
sekvence, které významně snižují přesnost tohoto reparačního mechanizmu. Jak se však
buňka rozhoduje pro NHEJ nebo HR v případě konkrétního dvouřetězcového zlomu zůstává
jednou ze základních radiobiologických otázek. Zdá se, že vliv má patrně vícero faktorů než
zmíněná fáze buněčného cyklu a genetická aktivita chromatinu. Svou roli hraje patrně i
struktura chromatinu v okolí konkrétního zlomu, komplexita zlomu a typ buněk.
Specifický fenomén z hlediska reparace představují vysoce komplexní dvouřetězcové
zlomy, respektive klastry dvouřetězcových zlomů a dalších typů lézí, indukované hustě
ionizujícím zářením. Nezdá se, že by pro tyto léze, i přes jejich existenciální nebezpečnost,
existoval nějaký specifický reparační mechanizmus. Patrně tedy spolu kooperují všechny
ostatní již popsané mechanizmy.
Odpověď buňky na ozáření tak spíše než selektivní zapínání jednotlivých reparačních drah
připomíná aktivaci jakési dynamické seberegulovatelné sítě provázaných reparačních
mechanizmů, pružně se přizpůsobujících konkrétní, velmi komplexní situaci. Ve skutečnosti
totiž existují i určité hybridní mechanizmy spojující různé aspekty NHEJ a HR, například tzv.
jednořetězcová hybridizace (single strand annealing, SSA) nebo mikrohomologií
zprostředkované spojování konců (microhomology-mediated end-joining, MMEJ). Tyto
mechanizmy zahrnují jistou míru resekce zlomených konců DNA, podobně jako u HR, avšak
probíhají i v G1 fázi buněčného cyklu a namísto skutečných homologií využívají jen krátké
mikrohomologie (často poskytované například repetitivními sekvencemi). SSA i MMEJ jsou
proto mutagenní a slouží patrně hlavně jako záložní mechanizmy tam, kde NHEJ a HR
z nějakého důvodu selhávají. Vzhledem k uvedenému můžeme jen stěží mluvit o vyhraněných
reparačních drahách, jak je literatura povětšinou prezentuje.
3.6.3 Význam reparačních systémů pro život
Pro docenění důležitosti reparačních systémů DNA si musíme uvědomit, že nejsou ani
zdaleka omezeny na likvidaci defektů vyvolaných ionizujícím zářením. Ve skutečnosti DNA
permanentně poškozují jak ataky nejrůznějších environmentálních faktorů, tak zejména
samotné vnitrobuněčné procesy (energetický metabolizmus, replikace a reparace DNA,
produkce protilátek atd.). Odhaduje se, že jejich následkem denně vznikne zhruba 2 × 104
až 1
milion různých lézí DNA v každé buňce lidského těla. To odpovídá minimálně asi 850 lézím
každou hodinu. Jen během jednoho replikačního cyklu buňky se v DNA díky aktivitě volných
radikálů (ROS) objeví alespoň 5000 jednořetězcových zlomů, z nichž zhruba 1 % je následně
konvertováno na dvouřetězcové zlomy (tj. cca. 50 DSB/replikační cyklus)79
. Přitom teoreticky
i jediný dvouřetězcový zlom může vést k smrti buňky, zůstane-li neopraven, případně
nádorové transformaci, je-li opraven nesprávně.
Kromě nádorové transformace hraje akumulace dvouřetězcových zlomů a případných
následných mutací zásadní úlohu také v procesu stárnutí, rozvoji chronického zánětu a
progresi některých nenádorových, zejména neurodegenerativních chorob. Lze tedy bez
nadsázky konstatovat, že bez reparačních systémů by nebylo života, alespoň v takové podobě,
jak ho známe.
Naprostá bezchybnost oprav DNA, byť představitelná pouze teoreticky, by byla ale
kontraproduktivní z hlediska evoluce. Aby mohl probíhat vývoj organizmů, musí být DNA na
jednu stranu stabilní, aby umožňovala spolehlivé uchování genetické informace, na druhou
stranu si ale musí zachovávat určitý stupeň proměnlivosti. V extrémní podobě se „evoluce“
projevuje u nádorových buněk, které mají kromě častých defektů v reparačních
mechanizmech také nefunkční kontrolní body buněčného cyklu. Poškození DNA, nejen že tak
není správně opraveno, ale přenáší se i do dalších buněčných generací. To umožňuje
zrychlený vývoj nejrůznějších nádorových buněk a postupnou selekci agresívnějších a k léčbě
stále rezistentnějších klonů. Na druhou stranu právě na uvedené defekty reparace a regulace
buněčného dělení spoléhá i terapie (radioterapie, chemoterapie) nádorů.
Základní literatura:
1. HÁLA, J. Radioaktivita, ionizující záření, jaderná energie. Brno: Konvoj, 1998. ISBN 80-
85615-56-8.
2. FRIEDBERG, E. C.; ELLEDGE, S. F.; LEHMANN, A. R.; LINDAHL, T.; MUZIFALCONI,
M. (Eds.). DNA Repair, Mutagenesis, and Other Responses to DNA Damage.
(Cold Spring Harbor Perspectives in Biology). Cold Spring Harbor Laboratory Press;
2013. ISBN-10:1936113546, ISBN-13:978-1936113545.
3. DIRK-HENNER LANKENAU (Ed.). Genome Dynamics & Stability. Genome Integrity:
Facets and Perspectives. Springer-Verlag Berlin Heidelberg, 2007. ISBN-10 3-540-
375287-7, ISBN-13 978-3-540-37528-9. DOI 10.1007/b104871.
4. KUM KUM KHANNA, YOSEF SHILOH (Eds.). The DNA Damage Response:
Implications on Cancer Formation and Treatment. Springer Science+Business Media
                                                            
79
což přibližně odpovídá ozáření buňky 1-2 Gy záření gama
B.V., Dordrecht Heidelberg London New York, 2009. ISBN 978-90-481-2560-9, e-ISBN
978-90-481-2561-6, DOI 10.1007/978-90-481-2561-6.
5. THEODORE L. DeWEESE, MARIKKI LAIHO (Eds.). Current Cancer Research.
Molecular Determinants of Radiation Response. Springer Science+Business Media LLC.,
New York Dordrecht Heidelberg London, 2011. ISBN 978-1-4419-8043-4, e-ISBN 978-
1-4419-8044-1, DOI 10.1007/978-1-4419-8044-1.
6. FALK, M. et al. Determining Omics spatiotemporal dimensions using exciting new
nanoscopy techniques to assess complex cell responses to DNA damage: part B--
structuromics. Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 201, vol. 24, no. 3, pp. 225–47. PMID:
25072148.
7. FALK, M.; LUKASOVA, E.; KOZUBEK, S. Higher-order chromatin structure in DSB
induction, repair and misrepair. Mutat Res. 2010, vol. 704, no. 1–3, pp. 88-100.
doi:10.1016/j.mrrev.2010.01.013.
8. ZÖLZER, F.; KUNA, P.; NAVRÁTIL, L. Mechanizmy účinků ionizujícího záření. České
Budějovice: Zdravotně sociální fakulta Jihočeské univerzity, 2007.
9. PEJCHAL, J.; ÖSTERREICHER, J.; VÁVROVÁ, J. Biodozimetrie: Dicentrická analýza
a předčasná chromozomová kondenzace (PCC). Vojenské zdravotnické listy. 2007, vol.
76, no. 3, pp. 95-104.
10. LIŠČÁK, R. et al. Radiochirurgie gama nožem – Principy a neurochirurgické aplikace. 1.
vyd. Praha: Grada, ISBN 978-80-247-2350-1.